Aglio Nero invecchiato: tanta salute a prova di bacio

Credit immagine: Erbe di Mauro

Che cos’è l’aglio nero, invecchiato o fermentato?

L’aglio nero invecchiato, noto anche come aglio stagionato o aglio fermentato, è apparso per la prima volta in Giappone negli anni 2000 ed è molto apprezzato dagli asiatici.

Contrariamente a quanto potrebbe suggerire il nome, l’aglio nero non è una varietà particolare di aglio: si tratta di un aglio bianco invecchiato (Allium sativum) o, più precisamente, di un aglio bianco fermentato. La fermentazione è un processo di trasformazione naturale utilizzato fin dalla notte dei tempi.

Un certo mistero circonda la scoperta e la produzione dell’aglio nero: sembra che sia stato creato per la prima volta in Giappone, utilizzando l’acqua di mare.

Il processo di fermentazione (più precisamente, una reazione di Maillard) avviene utilizzando solo bulbi d’aglio freschi posti in uno spazio chiuso con un’umidità superiore al 70% e una temperatura compresa tra i 60°C e gli 80°C per almeno 45 giorni.
È durante la fermentazione e a causa dell’ossidazione he la polpa dell’aglio assume un colore nero ebano, mentre la buccia esterna diventa marrone e il suo sapore pungente lascia il posto a una dolcezza che ricorda la salsa di soia o l’aceto balsamico, con un leggero retrogusto di liquirizia, molto apprezzata nella cucina orientale.

In termini di benefici per la salute, la fermentazione decuplica i benefici dell’aglio fresco: dal punto di vista nutrizionale l’aglio nero concentra vitamine e vari composti antiossidanti.

Questo accade perché il processo di invecchiamento che trasforma l’aglio bianco in aglio nero comporta una diminuzione del composto allicina (responsabile dell’odore unico dell’aglio) e un aumento di altri composti, come la S-allil-cisteina (SAC) solubile in acqua.

La SAC è un potente antiossidante, facilmente assorbibile e meno tossico di altri composti comunemente presenti nell’aglio. Molti dei benefici dell’aglio nero si basano sulla SAC, che diventa del resto il componente più abbondante dopo il processo di invecchiamento.

L’aglio bianco e l’aglio nero hanno quindi la stessa forma ma si distinguono per il colore e la consistenza: l‘interno dell’aglio nero è di colore nero intenso, la sua buccia è di colore marrone scuro e la sua consistenza complessiva è molto più morbida di quella dell’aglio bianco e ricorda quella di una prugna o di un’albicocca secca.

Come l’aglio bianco, l’aglio nero può essere utilizzato in cucina, ma la sua complessità aromatica, che combina dolcezza e acidità, non è gradita a tutti e deve essere attentamente bilanciata.

Da sinistra: Sezione visibile di Aglio a 3, 10, 20, 30 giorni.

È meglio l’Aglio Nero o Bianco?

Ci sono notevoli differenze tra l’aglio bianco e l’aglio nero che menzioneremo. Il contenuto inferiore di allicina significa che non emana quel forte odore.

L’allicina nell’aglio nero viene convertita in composti antiossidanti come la S-allilcisteina, alcaloidi bioattivi e composti flavonoidi.

Cioè, non solo ci liberiamo di quell’odore forte (che è attraente per alcune persone), ma convertiamo l’allicina in altre sostanze utili.

Le proprietà fisico-chimiche dell’aglio nero, ottenute nella sua lavorazione, lo rendono dotato di una bioattività superiore rispetto all’aglio bianco.

L’aglio nero contiene oggettivamente un numero maggiore di composti funzionali come il SAC rispetto all’aglio bianco.

Ma attenzione, questo dipende direttamente dalle condizioni termiche nella lavorazione dell’aglio bianco (temperatura e umidità controllate).

Quali sono i benefici dell’aglio nero per la salute?

L’aglio fresco contiene diverse vitamine, come la vitamina A, le vitamine del gruppo B e la vitamina C. Possiede anche riconosciute proprietà antisettiche e l’inulina, una fibra prebiotica che favorisce la salute dell’apparato digerente.

L’aglio nero invecchiato presenta la stessa ricchezza nutrizionale, ma amplificata e con effetti benefici più duraturi.
Contiene una serie di principi attivi, tra cui:

  • fenoli,
  • flavonoidi,
  • piruvato,
  • S-allil-cisteina (SAC),
  • 5-idrossimetilfurfurale (5-HMF).

Una delle principali proprietà dell’aglio nero è l’alta concentrazione di antiossidanti naturali che aiutano a proteggere dall’invecchiamento cellulare e a combattere i radicali liberi. In questo senso i suoi benefici sono simili a quelli dell’aglio comune, anche se numerosi studi hanno dimostrato che la quantità di antiossidanti è molto più elevata nell’aglio nero, rendendolo un alimento salutare o un integratore alimentare a tutti gli effetti.

L’aglio invecchiato infatti contribuisce a:

  • ridurre il colesterolo cattivo e i trigliceridi nel sangue e aumentare il colesterolo buono;
  • combattere batteri, virus e funghi patogeni;
  • sostenere il sistema immunitario;
  • combattere lo stress ossidativo causato dai radicali liberi grazie al suo elevato contenuto di antiossidanti;
  • “fluidificare” il sangue;
  • abbassare la pressione sanguigna.

L’aglio nero invecchiato è molto utile come integratore per mantenere una buona salute cardiovascolare e non dà alito cattivo, in quanto non contiene più allicina.

È un potente antiossidante che può aiutare a proteggere l’organismo dai radicali liberi e a ridurre la pressione sanguigna.

Gli integratori di aglio nero stimolano il sistema immunitario a combattere più efficacemente le infezioni batteriche e virali, favorendo al contempo una migliore circolazione sanguigna grazie ai bassi livelli di colesterolo cattivo.
Aiutano inoltre ad alleviare i sintomi associati ai dolori articolari e favoriscono una migliore qualità del sonno, altamente benefica per il sistema nervoso centrale e il cervello.

Infine, l’estratto di aglio nero contribuisce a migliorare la digestione e ad aumentare l’efficienza metabolica.

L’integrazione con estratto di aglio nero è decisamente benefica per la nostra salute generale.

Come dovrebbe essere consumato l’Aglio Nero?

Puoi consumarlo direttamente, spalmato su pane tostato o come condimento in diverse ricette. Se hai abilità culinarie puoi preparare un aioli all’aglio nero o un risotto all’aglio scuro.

A che ora assumerlo?

Puoi prenderlo in qualsiasi momento della giornata: colazione, pranzo o cena.

È meglio prenderlo a stomaco vuoto?

L’aglio nero è preferibilmente consumato con il cibo, per migliorarne l’assorbimento e la biodisponibilità.

Per quanto tempo assumerlo?

Non è necessario un numero minimo di settimane per raccogliere i benefici dell’aglio nero. Neanche un massimo.

Controindicazioni dell’Aglio Nero

Finora nella letteratura scientifica non è stata descritta alcuna controindicazione o problema derivante dal consumo di aglio (bianco o nero).

Tuttavia, in alcune persone, l’aglio causa o peggiora il reflusso gastroesofageo. La conclusione logica è che se soffri di questo problema, sii più cauto con le quantità di aglio che consumi.

Riduzione del colesterolo LDL

L’aglio nero contiene grandi quantità di SAC (S-allil-cisteina), un composto organosolforico derivato dall’aminoacido cisteina, che agisce nell’organismo come le statine, i principi attivi dei farmaci prescritti per mantenere normali i livelli di colesterolo nel sangue.

La SAC stimola la sintesi del colesterolo buono (HDL) e inibisce la produzione di quello cattivo (LDL) e la sua azione sui lipidi va oltre: l’aglio invecchiato contribuisce anche a ridurre i livelli di trigliceridi nel sangue.

Gli studi confermano i suoi effetti benefici nella regolazione del colesterolo cattivo, ed ecco i principali condotti finora.

  1. In uno studio, a sessanta volontari è stato somministrato aglio nero o un placebo due volte al giorno per 12 settimane. I ricercatori hanno riscontrato che nel gruppo che ha assunto aglio nero i livelli di lipoproteine ad alta densità (il colesterolo “buono”) sono aumentati in modo significativo e hanno ipotizzato che l’aglio nero possa avere effetti benefici sul sistema cardiovascolare.
  2. In un altro esperimento, l’aglio nero è stato somministrato contemporaneamente a una dieta ad alto contenuto di grassi, per verificare se avesse un qualche impatto sui livelli di colesterolo nel sangue. I risultati hanno rispecchiato ampiamente quelli dello studio precedente: i livelli di colesterolo buono sono aumentati, mentre quelli di colesterolo cattivo sono diminuiti. Anche i livelli di colesterolo totale sono diminuiti nei soggetti a cui è stato somministrato l’estratto di aglio.
  3. Un’ultima prova proviene dalla Corea, dove gli scienziati hanno cercato di valutare i potenziali benefici dell’aglio nero sui ratti obesi. Hanno scoperto che l’aglio nero riduceva i livelli di trigliceridi e di colesterolo totale rispetto al gruppo di controllo.

Benefici riconosciuti per la salute cardiovascolare

Oltre all’effetto di riduzione dei lipidi e all’azione benefica nella lotta contro l’arteriosclerosi, l’aglio nero possiede interessanti virtù per la salute cardiaca e vascolare in generale.

Ha un’azione anticoagulante che aiuta a fluidificare il sangue ed è utile per chi soffre di ipertensione, in quanto contribuisce ad abbassare la pressione sanguigna.

Eccezionali proprietà antiossidanti

L’aglio bianco è noto per il suo elevato contenuto di antiossidanti ma, grazie all’invecchiamento accelerato in un’atmosfera confinata, l’aglio nero presenta una concentrazione ancora maggiore di antiossidanti, in particolare polifenoli, flavonoidi e selenio.

Ma a cosa servono esattamente gli antiossidanti? Gli antiossidanti sono sostanze in grado di combattere i radicali liberi responsabili dello stress ossidativo. Questo fenomeno causa l’invecchiamento precoce delle nostre cellule, in particolare della pelle e del cervello. Inoltre, favorisce la formazione di placche aterosclerotiche nelle vene e nelle arterie attraverso l’ossidazione del colesterolo.

Integrare antiossidanti protegge il sistema cardiovascolare e il sistema nervoso.

L’aglio nero rafforza il sistema immunitario

Stimolando la produzione di globuli bianchi, l’aglio nero rafforza il sistema immunitario.

Il suo effetto immunostimolante è stato oggetto di uno studio: a soggetti sani è stata somministrata una o l’altra delle due sostanze prima di sottoporli a un’analisi del sangue. Gli esperti hanno poi valutato gli effetti dell’estratto di aglio sui globuli bianchi. Hanno scoperto che l’estratto di aglio nero “mostrava attività immunostimolanti più forti rispetto all’aglio crudo”.

Particolarmente utile come integratore durante i mesi invernali, ha proprietà antibatteriche, antivirali e antimicotiche che aiutano a prevenire e accelerare la guarigione di infezioni batteriche, virus e funghi.

Attività antinfiammatoria e altre proprietà dell’aglio nero

Il piruvato e il 5-idrossimetilfurfurale sono due antinfiammatori naturali presenti nell’aglio nero. Sono in grado di inibire i mediatori dell’infiammazione e possono quindi contribuire a combattere alcuni processi infiammatori di origine patologica.

Ma l’aglio nero non ha ancora svelato tutti i suoi segreti, come dimostrano i diversi studi scientifici condotti su questo alicamenrto. Negli ultimi anni, i gruppi di ricerca hanno dimostrato che l’aglio invecchiato potrebbe avere :

  • un’azione lipidica, con evidenza di un miglioramento del profilo lipidico.

Referenze

  1. Per alicamenti si intende uno specifico genere di alimenti particolarmente indicati per il loro alto contenuto nutritivo e la loro azione benefica. Sono alimenti puri, completamente privi di sostanze nocive (come metalli pesanti, aflatossine, pesticidi, microbi), di manipolazioni genetiche e, inoltre, contengono un bassissimo indice glicemico. L”etimologia di “alicamento” deriva dalla crasi tra “alimento” e “medicamento”, per l’influsso benefico che hanno sulla nostra salute.
  2. Tanvir Ahmed , Chin-Kun Wang – Black Garlic and Its Bioactive Compounds on Human Health Diseases: A Review – Molecules – 2021 Aug ; 26(16): 5028.
  3. A.W. Ha, Tian Ying, Woo Kyoung Kim – The effects of black garlic (Allium sativium) extracts on lipid metabolism in rats fed a high fat diet Nutr Res Pract – 2015 Feb; 9(1): 30–36.
  4. Technological Centre of Nutrition and Health, Spain – Effect of a Black Garlic Extract on Cholesterol LDL Levels – February 28, 2022
  5. Dan Brennan – Health Benefits of Black Garlic – WebMD Editorial Contributors – August 22, 2020
  6. Leyla Bayan, Peir Hossain Koulivand and Ali Gorji – Garlic: a review of potential therapeutic effects – Avicenna J Phytomed. 2014 Jan-Feb; 4(1): 1–14.
  7. J. Hyeon Ryu, D. Kang, Physicochemical Properties, Biological Activity, Health Benefits, and General Limitations of Aged Black Garlic: A Review, Molecules, June 2017, 22(6): 919.
  8. Y.M. Jung, et al., Fermented garlic protects diabetic, obese mice when fed a high-fat diet by antioxidant effects, Nutr Res, 2011, 31: 387–396.
  9. Kimura, S., Tung, Y. C., Pan, M. H., Su, N. W., Lai, Y. J., & Cheng, K. C. (2017). Black garlic: A critical review of its production, bioactivity, and application. In Journal of Food and Drug Analysis.
  10. Wang, X., et al., (2012). Aged black garlic extract induces inhibition of gastric cancer cell growth in vitro and in vivo. Molecular Medicine Reports.
  11. Zhang, X., et al., (2016). Effects of temperature on the quality of black garlic. Journal of the Science of Food and Agriculture.

FONTE: NATURLAB e HSN StoreBlog


Aglio Nero Italiano, fermentato, 100-500g

Erbe di Mauro

USA CODICE SCONTO 73DTMQZ1
(-10% su tutti i prodotti non in promozione)

rating (59)

coltivato in ambiente sano prodotto 100% naturale, senza conservanti 100% vegan

Prodotto: Nero di Voghiera in bulbi

  • Origine Italia, Voghiera (FE)
  • Materia prima utilizzata: “Aglio di Voghiera D.O.P.” ortaggio a bulbo della specie Allium sativum L. tipico riconosciuto come prodotto DOP
  • Mantenere in luogo fresco e asciutto
  • Peso totale: 100g e 500g
  • Consigli d’uso

    Basta pelare lo spicchio (la pelle viene via con grande facilità) e sminuzzarlo o anche solo schiacciarlo con la lama del coltello usata di piatto: infatti, con la fermentazione avrà perso ogni fibrosità diventando morbidissimo, quasi cremoso.

    Avvertenze

    Bromelina: proprietà e benefici

    Bromelina o Bromelaina

    La bromelina è una complessa miscela di enzimi proteolitici estratta dall’ananas.

    In natura, abbonda sia nel gambo che nel frutto dell’ananas. Tuttavia, il gambo la contiene in concentrazioni nettamente maggiori. È quindi importante sottolineare che mangiare ananas non produce gli stessi benefici per la salute ottenibili con l’integrazione di bromelina 1.

    La bromelina estratta dal fusto o dal gambo dell’ananas è quella più usata negli integratori perché ha un contenuto maggiore di proteasi (enzimi proteolitici) 2, 3.

    È stato dimostrato che la maggior parte dei benefici non è dovuta a un particolare enzima presente nella bromelina. Piuttosto, ci sono probabilmente molteplici fattori coinvolti nei suoi effetti positivi per la salute umana 4, 5.

    Indice

    • A che cosa serve la Bromelina
    • Benefici ed indicazioni
    • Dosi e Modo d’Uso
    • Effetti Collaterali
    • Chi non deve assumere Bromelina
    • Quali integratori acquistare
    • Cattiva Digestione
    • Artrosi e Infiammazione
    • Azione Antiedemigena
    • Attività Antibiotica
    • Azione Miorilassante
    • Attività Antitumorale
    • Guarigione delle Ferite
    • Malattie Cardiovascolari
    • Bromelina e Covid-19

    A che Cosa Serve la Bromelina

    da artrosi e interventi chirurgici. Infatti, la Bromelina:

    • combatte l’infiammazione
    • favorisce il riassorbimento di edemi e infiltrati nei tessuti, formatisi a seguito di ferite o di interventi chirurgici.

    Inoltre, promuove la guarigione delle ustioni e aiuta a ridurre le infiammazioni delle prime vie respiratorie (sinusiti, otiti, riniti, tracheiti, tonsilliti).

    In flebologia, può essere sfruttata nel trattamento dei sintomi di insufficienza venosa, varici ed emorroidi (anche associandola a principi attivi vaso-protettori, come gli estratti di mirtillo, rusco e centella).

    Oltre ai suoi usi medicinali, la bromelina è stata utilizzata in molti altri settori come l’industria alimentare e della birra, nonché nei settori dell’abbigliamento, cosmetico e farmaceutico.

    Benefici e Indicazioni

    In base ai dati attualmente disponibili, l’uso della bromelina potrebbe risultare utile come:

    • cicatrizzante.

    Dosi e Modo d’Uso

    Ci sono due modi di assumere integratori a base di Bromelina:

    1. al pasto per favorire i processi digestivi.
    2. lontano dai pasti in tutti gli altri casi, ad es. quando si desidera favorire il drenaggio dei liquidi, contrastare l’infiammazione e sostenere e la funzionalità del microcircolo.

    È importante attenersi alle istruzioni d’uso riportate nel prodotto.

    Che quantità consumare?

    La dose più comunemente prescritta nelle informazioni fornite dagli specialisti varia tra i 500 e gli 800mg di questi prodotti al giorno. Le dosi di Bromelina a seconda della condizione che si sta trattando sono:

    • 400mg al giorno per artrite
    • 1.000mg al giorno per allergie
    • 500mg per 3 volte al giorno per il recupero da operazioni e/o lesioni

    Si consiglia di prendere prodotti di questo tipi a stomaco vuoto, eccetto quando si cerchi un miglioramento digestivo, caso in cui si devono assumere con i pasti.

    Assorbimento e Biodisponibilità

    Le caratteristiche farmacocinetiche della bromelina rappresentano sicuramente un punto forte dell’integrazione con questo enzima. Della quota assunta, infatti, oltre il 40% è misurabile nel plasma nelle successive 10 ore, con un’emivita che può tranquillamente raggiungere le 48 ore.

    Effetti Collaterali

    Nonostante siano state utilizzate sperimentalmente dosi anche molto elevate di Bromelina, gli effetti collaterali registrati sembrano clinicamente poco rilevanti.

    Nausea, vomito, diarrea, metrorragia e menorragia rappresenterebbero le reazioni avverse più frequentemente osservate.

    Chi non deve prendere Bromelina?

    La Bromelina ha dimostrato di essere generalmente sicura se assunta in dosi moderate, anche se le informazioni preliminari collega un aumento della frequenza cardiaca in relazione all’uso di questi prodotti.

    Non devono assumerla:

    • Persone con una infiammazione al rivestimento dello stomaco
    • Donne incinta o in allattamento
    • Bambini
    • Persone con malattie renali o epatiche
    • Precauzione nei casi in cui si assumono farmaci anticoagulanti

    farmaci fluidificanti del sangue. Si consiglia cautela anche quando la si utilizza in combinazione con altri integratori che possono fluidificare il sangue, come l’olio di pesce, il ginkgo biloba o la vitamina E.

    Di diversa natura e sicuramente più gravi risultano le reazioni avverse legate all’ipersensibilità verso il frutto o l’enzima.

    La Bromelina non deve quindi essere utilizzata da persone allergiche all’ananas o ad altre sostanze che potrebbero provocare una reazione allergica al frutto (reattività crociata). Queste sostanze includono:

    • polline d’erba
    • lattice
    • sedano
    • finocchio
    • carote
    • frumento.

    Quali integratori acquistare.
    Vitamineral ve ne propone 4 con sola Bromelina, ed un altro con la Curcuma che ha una azione sinergica.

    Integratore di bromelina da Ananas con funzione drenante e digestiva

    Viridian by Natur

     


    Nutriva

    Alta biodisponibilità di bromelina,utile per mantenere la funzionalità del microcircolo
    e aiutare il drenaggio dei liquidi in eccesso.

    Integratore con Bromelina estratta da ananas utile per favorire la digestione e il drenaggio dei liquidi corporei


    Ottenuta da ananas

  • Supporta la funzione gastrointestinale
  • Allevia i dolori osteo-muscolari
  • Sostiene una sana digestione
  • Migliora la sintesi proteica

    • Sostegno per il tessuto articolare
    • Antifiammatorio e antiossidante
    • Supporta uno stato emotivo sano
    • Cattiva Digestione

    L’attività proteasica della bromelina si è rivelata potenzialmente utile come sostituto dei classici enzimi digestivi quali la tripsina e la pepsina.

    In questo senso, l’assunzione di bromelina immediatamente prima di un pasto potrebbe facilitare i processi digestivi, soprattutto in quei pazienti con deficit enzimatico legato, ad esempio, a un’insufficienza pancreatica.

    Uno studio ha dimostrato che i partecipanti con insufficienza pancreatica hanno sperimentato una migliore digestione dopo aver assunto un integratore di enzimi digestivi contenente bromelina, rispetto all’assunzione dello stesso integratore di enzimi digestivi senza bromelina 6.

    Un altro studio ha dimostrato che la bromelina, in combinazione con alginato di sodio, bicarbonato di sodio e oli essenziali, ha migliorato significativamente i sintomi della dispepsia (cattiva digestione) 7.

    Infine, la combinazione di bile di bue, pancreatina e bromelina si è dimostrata efficace nel ridurre l’escrezione di grasso nelle feci nei pazienti con steatorrea pancreatica, con conseguente miglioramento sintomatico del dolore, della flatulenza e della frequenza di evacuazione 8.

    Artrosi e Infiammazione

    Numerosi studi hanno descritto l’attività antinfiammatoria della bromelina.

    Più precisamente, a questo enzima vengono attribuite attività proteolitiche e fibrinolitiche in ambiente infiammatorio, e un’attività inibitoria sulla sintesi di prostaglandine infiammatorie.

    L’azione antinfiammatoria della bromelina può rivelarsi preziosa nel controllo dell’evoluzione flogistica in differenti patologie, anche di natura osteo-articolari.

    • La bromelina ha ridotto il gonfiore dei tessuti, il dolore e la rigidità articolare in 2 studi clinici su 117 persone con artrosi del ginocchio. In uno di essi, si è dimostrata efficace quanto il farmaco antidolorifico diclofenac 9, 10.
    • In 77 pazienti con artrite reumatoide o osteoartrosi, la bromelina (400 mg) ha migliorato i sintomi generali, ridotto la rigidità e migliorato la funzione fisica 9.

    Diversi studi hanno dimostrato che la bromelina può ridurre l’infiammazione, il gonfiore, i lividi e il dolore che si manifestano dopo l’intervento chirurgico. Sembra anche ridurre i marker di infiammazione 11.

    Azione Antiedemigena

    La Bromelina aiuta a ridurre l’edema infiammatorio (accumulo di liquidi), a riassorbire l’ematoma e a risolvere il processo infiammatorio.

    In questo modo velocizza il ripristino delle condizioni fisiologiche e la ripresa della funzionalità della zona lesa in seguito a traumi o interventi chirurgici.

    Quest’azione antiedemigena può essere spiegata sulla base dell’attività fibrinolitica e in parte proteasica della Bromelina.

    Infatti, la possibilità di rimodellare adeguatamente la matrice, impedendo la formazione di macromolecole osmoticamente attive, risulterebbe preziosa nell’impedire l’accumulo di liquidi extracellulari e nel prevenire il conseguente edema post-infiammatorio (gonfiore).

    L’attività antiedemigena della Bromelina si rivela clinicamente preziosa in corso di tromboflebite, cellulite, trombosi venosa profonda, ecchimosi ed edema traumatico o post-chirurgico.

    Ad esempio, uno studio ha descritto che la Bromelina è stata utile nel trattamento della tromboflebite acuta, diminuendo la compromissione della deambulazione e i sintomi dell’infiammazione (come dolorabilità, edema e dolore) 12.

    13.

    Attività Antibiotica

    L’attività antibiotica della Bromelina risulterebbe per lo più indiretta, aumentando sia i livelli sierici di svariati antibiotici che la biodisponibilità tissutale degli stessi 14.

    La bromelina può aumentare l’assorbimento di penicillina e tetracicline (antibiotici che combattono le infezioni batteriche). Potrebbe anche aiutare a ridurre i loro effetti collaterali 1, 15, 16, 17.

    18, 19.

    Nell’uomo sono stati osservati benefici:

    • associando Serenoa repens, Selenio, Licopene, Bromelina e Metilsulfonilmetano, come terapia aggiuntiva in pazienti con prostatite batterica cronica 20.

    Negli studi su animali, l’integrazione di Bromelina ha dimostrato di proteggere dalla diarrea causata da patogeni intestinali come Escherichia coli e Vibrio cholerae 21. In tal senso, la bromelina agirebbe ostacolando l’adesione dei patogeni alle pareti intestinali 22, 23.

    Azione Miorilassante

    Nonostante i meccanismi molecolari non siano ancora del tutto noti, differenti studi dimostrano come la Bromelina possa espletare un’attività spasmolitica degna di nota, riducendo ad esempio l’intensità dei dolori in pazienti con dismenorrea.

    Anche in questo caso sembrerebbe tuttavia intervenire l’attività antinfiammatoria, in particolare la riduzione della concentrazione ematica di PGE2.

    La Bromelina può avere proprietà antinfiammatorie e antidolorifiche, sebbene non vi siano prove concrete a sostegno della sua efficacia per alleviare i crampi mestruali e il mal di testa 24, 2.

    Attività Antitumorale

    Numerosissimi studi stanno cercando di comprendere al meglio le potenziali attività antitumorali della Bromelina, osservate in vitro nei confronti di carcinomi dello stomaco, mesoteliomi e altre patologie oncologiche.

    Nonostante non vi siano ancora evidenze cliniche degne di nota, le ipotesi più accreditate sembrerebbero prevedere da un lato l’induzione del processo apoptotico, e dall’altro il potenziamento dell’attività antitumorale dei chemioterapici.

    Studi in provetta hanno dimostrato che la Bromelina potrebbe aiutare a combattere il cancro 25, 26. Studi in vitro e su animali hanno scoperto che la Bromelina può stimolare il sistema immunitario a produrre molecole che rendono i globuli bianchi più efficaci nel sopprimere la crescita delle cellule tumorali ed eliminarle 26.

    Sono chiaramente necessarie ulteriori ricerche basate sull’uomo prima di poter trarre conclusioni.

    Guarigione delle Ferite

    Le prove suggeriscono che la bromelina può aiutare ad accelerare la guarigione delle ustioni profonde.

    Oltre agli enzimi che degradano le proteine, gli estratti di ananas contengono un enzima (escarasi) che aiuta a rimuovere i tessuti morti e ad accelerare la guarigione della ferita 27.

    Per questo motivo, il debridement a base di Bromelina ha dimostrato di essere un efficace agente per lo sbrigliamento della ferita e la rimozione delle cellule necrotiche.

    In 5 studi clinici su oltre 350 persone con ustioni profonde, il trattamento enzimatico con Bromelina ha guarito le ferite con un’efficacia simile ai trattamenti convenzionali e ha ridotto la necessità di un intervento chirurgico 28, 29, 30, 31, 32.

    Malattie Cardiovascolari

    Diversi studi indicano che la Bromelina può ridurre o minimizzare i sintomi associati a varie malattie cardiovascolari 33.

    In particolare, la Bromelina:

    • 36, 37;
    • usata per lunghi periodi svolge anche un ruolo antiipertensivo 2.

    La Bromelina provoca quindi la distruzione di trombi e diminuisce la viscosità del sangue. In questo modo aiuta a ridurre l’incidenza di angina pectoris e attacchi di cardiomiopatia transitoria 1. Può anche favorire la dissoluzione della placca aterosclerotica, riducendo così il rischio di malattia aterosclerotica.

    tromboflebite acuta a cui è stata somministrata Bromelina in combinazione con antidolorifici hanno manifestato una significativa diminuzione dei sintomi infiammatori come dolore, gonfiore e febbre alta 38.

    Nei ratti, la somministrazione di Bromelina ha ridotto i danni causati da un insufficiente apporto di sangue (ischemia). Di conseguenza, la bromelina ha ridotto la morte delle cellule cardiache e ha migliorato il recupero dopo un infarto o un ictus 34.

    Bromelina e Covid-19

    La Bromelina è stata più volte indicata come un potenziale aiuto naturale nel trattamento di supporto della malattia da coronavirus COVID-19.

    Agendo attraverso diversi meccanismi (antiossidanti, antinfiammatori, proteolitici immunomodulatori), la Bromelina potrebbe infatti inibire o comunque contrastare l’infezione da SARS-CoV-2 39.

    Ad esempio, potrebbe ridurre la capacità del virus di legarsi alle cellule e infettarle 40, 39, 34.

    3, 41.

    BIBLIOGRAFIA

    1. https://www.enbuenasmanos.com/propiedades-de-la-bromelina
    2. “Obtención de bromelina a partir de los deshechos de la piña” Universidad Nacional de Colombia 1992.
    3. https://www.globalhealingcenter.net/salud-natural/bromelina.html
    4. “Biotecnología alimentaria” Noriega Editores 2004
    5. “Técnico especialista en laboratorio de atención primaria” Instituto Catalán de Salud, Editorial: MAD 2006
    6. “La farmacia Natural” James A. Duke, Editorial: Rodale 1997
    7. Kelly, G.S. Bromelain: A Literature Review and Discussion of its Therapeutic Applications. November 1, 1996
    8. Pavan R, Jain S, Shraddha, Kumar A. Properties and therapeutic application of bromelain: a review. Biotechnol Res Int. 2012;2012:976203. doi: 10.1155/2012/976203. Epub 2012 Dec 10.
    9. Maurer HR. Bromelain: biochemistry, pharmacology and medical use. Cell Mol Life Sci. 2001 Aug;58(9):1234-45.
    10. Pillai K, Akhter J, Chua TC, Morris DL. Anticancer property of bromelain with therapeutic potential in malignant peritoneal mesothelioma. Cancer Invest. 2013 May;31(4):241-50. doi: 10.3109/07357907.2013.784777. Epub 2013 Apr 9.
    11. K.Pillai, A.Ehteda, J.Akhter, T.C.Chua, D.L.Morris. Anticancer effect of bromelain alone and in combination with cisplatin or fluorouracil on malignant peritoneal mesothelioma cells. European Journal of Cancer. Volume 50, Supplement 4, May 2014, Page e66.
    12. Hale LP, Greer PK, Trinh CT, Gottfried MR. Treatment with oral bromelain decreases colonic inflammation in the IL-10-deficient murine model of inflammatory bowel disease. Clin Immunol. 2005 Aug;116(2):135-42.
    13. Singh T, More V, Fatima U, Karpe T, Aleem MA, Prameela J. Effect of proteolytic enzyme bromelain on pain and swelling after removal of third molars. J Int Soc Prev Community Dent. 2016 Dec;6(Suppl 3):S197-S204. doi: 10.4103/2231-0762.197192.
    14. Eric R. Secor, Jr., Steven M. Szczepanek, Christine A. Castater, Alexander J. Adami, Adam P. Matson, Ektor T. Rafti, Linda Guernsey, Prabitha Natarajan, Jeffrey T. McNamara, Craig M. Schramm, Roger S. Thrall, and Lawrence K. Silbart. Bromelain Inhibits Allergic Sensitization and Murine Asthma via Modulation of Dendritic Cells. Evid Based Complement Alternat Med. 2013; 2013: 702196. Published online 2013 Dec 5. doi: 10.1155/2013/702196.
    15. Dave S, Kaur NJ, Nanduri R, Dkhar HK, Kumar A, Gupta P. Inhibition of adipogenesis and induction of apoptosis and lipolysis by stem bromelain in 3T3-L1 adipocytes. 2012;7(1):e30831. doi: 10.1371/journal.pone.0030831. Epub 2012 Jan 24.




    Microbiota e prevenzione, probiotici utili

    Luca Speciani

    Articolo del dr Luca Speciani

    Da molto tempo è noto il valore di una ricca e variata flora microbica intestinale per la salute dell’intestino di un individuo. Da qualche tempo, però, si è sviluppata un’importante branca della gastroenterologia che studia gli effetti del microbiota (cioè dell’insieme di tutte le microscopiche forme viventi) sulla nostra salute generale. Esistono profonde interazioni tra il nostro organismo e quei circa 100.000 miliardi di batteri, virus, protozoi, funghi presenti normalmente nel nostro intestino. Il numero di queste forme di vita in simbiosi con noi è davvero enorme. E altrettanto enorme è la variabilità genetica che le contraddistingue.

    Un vero e proprio organo con funzioni essenziali

    Se pensiamo, semplificando il problema, a uno strato batterico alto circa un micron (un millesimo di millimetro) che riveste i 7 metri lineari di tubo digerente (pari però a 400 metri quadri di superficie, considerando tutti i villi), otteniamo una massa batterica del peso di circa 1 chilogrammo, cioè grande all’incirca come un cervello, un fegato, una milza. Mentre però questi ultimi organi hanno anche capsule, cellule di rivestimento ecc, la massa batterica è tutta metabolicamente attiva, e modifica, incorpora, assimila, detossifica qualunque sostanza, naturale o innaturale, che arrivi a tiro.

    La massa batterica (detta microbiota se intesa come associazione di specie in equilibrio, e microbioma se intesa come somma dei DNA presenti) rappresenta dunque un vero e proprio “organo” di altissimo valore metabolico, che esercita funzioni essenziali:

    • esercita un filtro importante per bloccare gli effetti tossici di molti alimenti (additivi, conservanti),
    • mette in circolo importanti peptidi e molecole segnale,
    • protegge dalla tossicità dei metalli pesanti,
    • difende la mucosa intestinale dagli “insulti” del cibo,
    • stimola e modula il sistema immunitario,
    • controlla la crescita di eventuali microrganismi patogeni producendo sostanze antibiotiche naturali,
    • e infine produce neurotrasmettitori in grado di orientare il nostro organismo verso l’accumulo o il consumo.

    Microbiota come ecosistema

    Se noi pensassimo al nostro microbiota come a un habitat naturale, dovremmo pensare (in un intestino intatto) a un bosco maturo con tanti tipi di piante diverse, dal muschio alle felci, dai cespugli agli alberi di alto fusto. In questo bosco troverebbero spazi vitali grandi mammiferi, piccoli roditori, rane, insetti, lombrichi, funghi, alghe. Ogni specie sarebbe in equilibrio e interagirebbe con le altre, impedendo ad altre specie nocive di colonizzarne vaste aree.

    Dopo il passaggio di un antibiotico l’intero bosco con i suoi abitanti verrebbe bruciato, lasciando sul terreno solo ceneri fumanti. Nei mesi successivi nuove specie ricomparirebbero, ma di piccole dimensioni: alghe, funghi, erbe basse, qualche cespuglio. Nulla a che vedere con il bosco maturo di prima dell’antibiotico, che potrà riformarsi, forse, in qualche decina d’anni, ma mai più con la ricchezza e complessità di cui disponeva in precedenza. Caprioli e scoiattoli non torneranno più. Al posto loro, magari, cani randagi, piccioni, topi, vespe. E al posto di abeti e betulle, rovi ed erbacce. Chi da quel bosco traeva vita e nutrimento oggi trae solo sopravvivenza, e il bosco immaturo sarà alla mercé di ogni pianta o animale nocivo che possa insediarvisi. 

    L’utilizzo sistematico fin dalla nascita di antibiotici (un adolescente moderno, in media, assume nella sua vita 17 cicli di antibiotici ad ampio spettro) altera in modo irreversibile il microbiota naturale, che è in simbiosi con il nostro organismo da un milione di anni e più. E sul quale il nostro intestino conta per svolgere una serie di funzioni indispensabili alla nostra salute. Vespe, piccioni, topi e gatti randagi non riusciranno assolutamente a svolgere le preziose funzioni di lombrichi, api, aironi e stambecchi.

    Il senso della singola forma vivente ci può sfuggire, ma il loro insieme protegge l’intestino e lavora per noi regalandoci salute ed equilibrio. Un’alterazione del sistema microbico intestinale può trasformarsi in un colossale boomerang per la nostra salute. Non solo permettendo a specie nocive di insediarsi e di fare danno, ma anche orientando verso l’ingrassamento i processi assimilativi in essere dipendenti dai microbi che si siano insediati al posto di quelli previsti dalla nostra evoluzione. Ecco perché parlando di alimentazione dello sportivo o di segnale si parla del microbiota come di un fattore di primaria importanza per regolare ingrassamento, dimagrimento, assimilazione, detossificazione.

    Batteri detox

    Le funzioni svolte dai batteri del nostro intestino, come abbiamo visto, sono le più svariate. Una, importantissima, è la detossificazione. Se pensiamo all’incredibile quantità di inquinanti (metalli pesanti, additivi e conservanti alimentari, veleni chimici, pesticidi agricoli) che inavvertitamente ingeriamo ogni giorno, è quasi sorprendente prendere atto del fatto che siamo ancora vivi. Una gran parte di questo merito la dobbiamo ai batteri intestinali.

    Una grande varietà di microrganismi garantisce la presenza di specie o di ceppi che sono in grado di utilizzare per il proprio nutrimento, coniugare e rendere innocue le aggressive sostanze ingerite: 

    • altre volte la tossina, una volta resa innocua dal metabolismo batterico, può essere assimilata dal corpo senza più rischi.

    Nello sportivo le funzioni detossificanti sono preziosissime. Provate a fare sport dopo aver bevuto due litri di vino. Il fegato sarà tutto impegnato a eliminare l’alcol etilico, e la prestazione sarà pessima. Se pensiamo alla quantità di tossine ambientali o alimentari che incontriamo ogni giorno è facile capire che un microbiota malfunzionante può rendere un atleta più stanco e fragile.

    Un sistema immunitario ricco

    Un’altra preziosissima funzione del microbiota è la modulazione e stimolazione del sistema immunitario. Le risposte del nostro sistema immunitario, infatti, sono stimolate in modo naturale dalla presenza di un gran numero di batteri diversi, che devono essere riconosciuti, identificati come innocui o pericolosi, ed eventualmente tenuti sotto controllo perché non facciano danno. Quando i microrganismi sono numerosi, e di tante diverse specie, il sistema immunitario è impegnato a controllarli, e continua a stimolare l’attività delle cellule T-reg (T regolatrici), responsabili delle risposte di tolleranza nei confronti degli allergeni con cui il nostro corpo entra in contatto. Una buona attività delle cellule T-reg mantiene controllato il livello di reattività del sistema e lo protegge da risposte esagerate e incongrue come food sensitivities, allergie e malattie autoimmuni. Recenti ricerche documentano infatti con chiarezza come l’impoverimento del microbiota, quale che ne sia la causa, predispone proprio a questo tipo di patologie:

    • Si tratta di dati che non possono essere ignorati ogniqualvolta si scelga di somministrare un antibiotico: il medico di segnale dovrà sempre soppesare con attenzione le possibili conseguenze e non considerare la classica “settimana di antibiotici” come una passeggiata o come una terapia priva di conseguenze. Ogni riduzione della varietà e della qualità dei nostri microrganismi intestinali ci espone in misura maggiore o minore ad altre patologie che potrebbero essere in alcuni casi di gran lunga più pericolose e meno curabili di quelle che stiamo combattendo con l’antibiotico.

      Attività ad ampio spettro

      Ma non è solo verso le patologie allergiche e autoimmuni che un buon microbiota ci protegge. La ricchezza e varietà genetica dei nostri simbionti si autocontrolla attraverso la produzione di sostanze biologiche, di fattori di crescita e anche di antibiotici naturali, che impediscono a batteri nocivi di attecchire e svilupparsi, facendo danni. Un ricco microbiota è, come già si è detto, paragonabile a un bosco molto fitto con migliaia di specie che vi convivono.

      L’ingresso di pochi esemplari di specie nocive (vespe, topi, serpenti, erbe velenose) non può fare danno più di tanto perché tali specie sono controllate da tante specie buone (ricci, rapaci, insetti di ogni tipo, erbe buone che occupano le stesse nicchie ecc.). Se però arriva l’incendio, o alcune specie vengono sistematicamente eliminate, l’equilibrio salta e alcune delle specie nocive, che nocive non erano perché in minima quantità, iniziano a fare danni.

      Ecco allora che in un intestino, privato dei fattori microbici naturali di controllo, può svilupparsi una maggiore sensibilità a infezioni intestinali, che possono poi trasformarsi, a breve, in cistiti recidivanti o emorragiche, diarree ricorrenti, candidiasi resistenti ai trattamenti e via elencando. Il tentativo (disfunzionale) di cura di tutte queste infezioni è ancora un trattamento antibiotico o antifungino, con aggravamento ulteriore del problema e impoverimento sempre più spinto della varietà e qualità batterica.

      Siamo molto più complessi di quanto vorrebbero farci credere. Seguiamo le poche sane regole che madre natura ci insegna e non dovremo mai pentircene.

      Resistenza agli antibiotici la nuova epidemia

      Entrambe queste conseguenze sono deleterie per l’essere umano, che oltre ad esporsi a gravi rischi (come la presenza di ceppi resistenti, come il Clostridium difficile o il MRSA, methicillin resistant Staphylococcus aureus) non si rende conto di quanto l’utilizzo di antibiotici possa rallentare o anche bloccare una serie di preziosi processi interni, con gravi conseguenze anche dal punto di vista prestazionale.


      Proponiamo Il protocollo pulizia intestinale Bromatech
      è uno dei più efficaci per pulire in profondità l’intestino e aiutarlo a raggiungere una condizione ideale. Il kit prevede l’utilizzo in sequenza dei probiotici Enterelle, Bifiselle, Ramnoselle, Serobioma.

      Il protocollo Bromatech è utile per il trattamento delle principali problematiche intestinali (disbiosi, gonfiore, colon irritabile). Le fasi del protocollo agiscono con un’iniziale pulizia ed eliminazione dei batter “nocivi”, seguita da un reimpiando dei batteri “buoni”.

      Come funziona Bromatech Kit Fermenti Lattici Per la Salute Intestinale?

      Bromatech ha sviluppato un consiglio di utilizzo dei loro prodotti per favorire un’azione di benessere intestinale con possibile miglioramento a livello di gonfiore intestinale, difficoltà digestive, irregolarità intestinale (diarrea o stitichezza). Il protocollo prevede:

      1. Enterelle Plus: favorisce il riequilibrio della flora batterica intestinale in caso di disbiosi dovuta a viaggi, scarsa igiene alimentare, uso di antibiotici, alimentazione non regolare. Enterelle Plus è un integratore di microorganismi capaci di inibire numerosi batteri opportunisti e patogeni. Attua una pulizia, prima del reimpianto della normale flora probiotica.
      2. Bifiselle: favorisce il riequilibrio della flora batterica intestinale e i processi metabolici ad essa collegata. Elimina le tossine alimentari e riduce la formazione di gas intestinali, ideale per avere un intestino sempre giovane e in buona salute.
      3. Ramnoselle: probiotico che esplica la sua attività preferenzialmente al livello del colon, è utile per ripristinare la flora batterica intestinale e i processi metabolici ad essa collegati.
      4. Serobioma: associato a un prodotto specifico favorisce la scomparsa di colite, acne, candide, reflusso gastrico. Le sua funzione principale è quella di disinfiammare e nutrire nuove colonie. proseguimento= restauro e disinfiammazione

      Modo d’uso

      Il kit contiene tutti i prodotti necessari per il ciclo di regolarità:

      Enterelle Plus: si consiglia l’assunzione di 1 capsula dopo colazione e cena, da deglutire con un’adeguata quantità di acqua, per 12 giorni, proseguire con
      Bifiselle: si consiglia l’assunzione di 1 capsula dopo colazione e cena, da deglutire con un’adeguata quantità di acqua, per 15 giorni, proseguire con
      Ramnoselle: si consiglia l’assunzione di 1 capsula dopo colazione e cena, da deglutire con un’adeguata quantità di acqua, per 15 giorni, proseguire con
      Serobioma: si consiglia l’assunzione di 1 capsula dopo colazione, da deglutire con un’adeguata quantità di acqua, per 3 mesi.

      Enterelle Plus - Integratore Alimentare con Fermenti Lattici - 24 capsule

      Enterelle Plus – Integratore Alimentare con Fermenti Lattici – 24 capsule

      I fermenti lattici favoriscono l’equilibrio della flora intestinale

       

       

      Bifiselle – Integratore Alimentare con Fermenti lattici

      Favorisce l’equilibrio della flora intestinale, elimina le tossine alimentari e riduce la formazione di gas

       

       

       

      Ramnoselle

      Per ripristinare la flora batterica intestinale e i processi metabolici ad essa collegati

       

       

       

      Serobioma

      Serobioma

      Integratore alimentare con L-Teanina, L-Cistina, vitamina B2 e fermenti lattici. per riequilibrare la flora intestinale

       


       




    Helicobacter Pylori: smontiamo le bugie
    Dottor Gabriele Prinzi

    Credit immagine Vitamineral

     

    Da un articolo del Dr Gabriele Prinzi

    Non di solo antibiotico muore l’Helicobacter: smontiamo le bugie.

    Si suppone che circa il 50% della popolazione mondiale ne è infetto.


    Tra cui la resistenza acquisita contro gli antibiotici.

    Ma andiamo per gradi.

    La terapia farmacologica infatti si basa su ALMENO DUE ANTIBIOTICI combinati con una doppia dose di inibitore della pompa protonica (IPP).
    Il problema principale della terapia di eradicazione è la resistenza crescente di HP agli antibiotici più comunemente usati.



    Quindi, è CERTIFICATO SCIENTIFICAMENTE che il trattamento antibiotico HP a lungo termine determina una modifica qualitativa e quantitativa della flora intestinale (disbiosi) e determina la selezione di ceppi antibiotico-resistenti di HP e di altri batteri intestinali.

    Chi questo lo nega TI STA MENTENDO.


    QUALI BENEFICI TI CHIEDERAI?


    Senza misurare gli effetti a medio lungo termine.
    Che oggi abbiamo misurato.
    Comunque, alla ricerca di nuove terapie anti- HP abbiamo guardato al passato, nel campo delle piante terapeutiche.

    Fitoterapici per la cura della Sovracrescita dell’Helicobacter Pylori

    Numerosi studi sono stati condotti su un gran numero di varietà vegetali, che esibiscono le proprie azioni anti-HP attraverso diversi meccanismi: effetti antisecretori o curativi, antiossidanti e antinfiammatori.
    Un esempio?
    ridurre l’adesione di HP alla mucosa gastrica.
    E agli effetti collaterali

    Le erbe medicinali offrono un’altra opportunità per inibire l’HP.
    E alcune potrebbero anche fornire un approccio efficace per ridurre il rischio di cancro allo stomaco.
    Perché sono uno che crede che DEVI SAPERE LA VERITÀ e avere le informazioni giuste per poter fare una SCELTA.
    Perché la tua salute vale!

    LINK AL LAVORO ORIGINALE:

    https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC7248673/


    Il lavoro preso in esame dal dottor Prinzi considera oltre 200 lavori su Erbe Mediche da tutte le parti del mondo e culture diverse e tutte in relazione allo stomaco con un problema dall’Helicobacter Pylori.
    Eppure la medicna Classica Ortodossa del farmaco come unica cura continua ad usare gli antibiotici con le conseguenze che sappiamo.

    Allego parte della traduzione coi referimenti

     Meccanismi di piante medicinali come anti-H.pylori

    Inibizione dell’urea

    Lo stress ossidativo

    Attività antiaderente

    Relazione attività struttura

    Fig. 2) sono discussi all’interno di questa recensione in Tavolo 2.

    Elenco di alcune delle piante per la riduzione delle ulcere da HP, gastroprotezione, effetti antinfiammatori ed antiossidanti.


    Olio essenziale di Baccharis dracunculifolia DC, Boesenbergia rotunda (L.), acido boropinico, Cochlospermum tinctorium, Chamomilla recutita, foglie di Cistus laurifolius, Citrus Lemon (Rutaceae), Citrus aurantium, Cocculus hirsutus, Croton reflexifolius,  diterpene Plaunotol isolato dalle foglie di plau-noi, estratto EtOH della corteccia del gambo di Calophyllum, Casearia sylvestris, Cyrtocarpa procera Kunth (Anacardiaceae),

    Garcinia kola seed., Garcinia achachairu Rusby (Clusiaceae), Geranium wilfordii, Geum iranicum, Germogli di broccoli, Green tea extract in Mongolian gerbils, Amphipterygium adstringens, corteccia di Bridelia micrantha, corteccia di gambo di Khaya senegalensis A, Davilla elliptica e Davilla nitida, Desmostachya bipinnata, Dittrichia viscosa, Eucalyptus camaldulensis, Eucalyptus torelliana, Eucalyptus globulus, Eupatorium aschenbornianum, frutti di Feijoa sellowiana, radici di Ferulago campestris (Apiaceae),

    Hancornia speciosa, Fungo Lion’s Mane, Hericium erinaceus (Basidiomiceti superiori), Sanguinaria canadensis e Hydrastis canadensis,  Hyptis suaveolens, Ixeris chinensis, Larrea divaricata Cav (jarilla), foglie di Mangifera indica L., Mastice di Chios, Morus alba, Musa sapientum, Myroxylon peruiferum, Myrtus communis , estratto di foglie di Olea europaea, Ocimum sanctum (Holy Basil),

    Paeonia lactiflora Pelargonium sidoides, gambo di Calophyllum brasiliense, estratti di Calotropis procera, Cichorium intybus, corteccia delle radici di Hippocratea excelsa (Hippocrataceae), Pistacia terebinthus galls, Glycyrrhiza glabra L, Impatiens balsamina L, Satureja hortensis L., Alchornea triplinervia, blackberry leaves (Rubus ulmifolius),

    Simaba ferruginea, Senecio brasiliensis, Pausinystalia yohimbe, Physalis peruviana calyces, propoli brasiliana, Syngonanthus bisulcatus (Eriocaulaceae), indigo plant (Polygonum tinctorium Lour.), Panax ginseng, Peperomia pellucida, Chancapiedra Phyllanthus niruri L., Physalis alkekengi L., Piper carpunya, Piper multiplinervium, Plectranthus grandis, Plumbago zeylanica L., Polygala cyparissias, Potentilla, Psoralea corylifolia, Pteleopsis suberosa, Punica granatum pericarps,


    Quercus infectoria, Qualea parviflora, Rabdosia trichocarpa, Rubus imperialis, Rutina, Sclerocarya birrea (Anacardiaceae), Solanum paniculatum , Lamiaceae Sphacele chamaedryoides (Balbis), Strychnos pseudoquina St. Hil. (Loganiaceae), Syzygiumaromaticum ,

    Oroxylum indicum, Tabebuia impetiginosa, Termitomyces eurhizus, Terminalia chebula Retz, polvere di Shoya, oli essenziali di Thymus vulgaris, Tithonia diversifolia,  Uncaria rhynchophylla, ginger Zingiber officinale.

     


    References

    1. 1. Lawal T.O., Igbokwe C.O., Adeniyi B.A. Antimicrobial activities and the bactericidal kinetics of Allium ascalonicum Linn. whole plant) against standard and clinical strains of Helicobacter pylori: support for ethnomedical use. J. Nat. Sci. Res. 2014;4(8):48–56. []
    2. 2. Conteduca V., Sansonno D., Lauletta G., Russi S., Ingravallo G., Dammacco F. H. pylori infection and gastric cancer: state of the art. Int. J. Oncol. 2013;42(1):5–18. doi: 10.3892/ijo.2012.1701. [PubMed] [CrossRef] []
    3. 3. Wolle K., Malfertheiner P. Treatment of Helicobacter pylori. Best Pract. Res. Clin. Gastroenterol. 2007;21(2):315–324. doi: 10.1016/j.bpg.2006.11.001. [PubMed] [CrossRef] []
    4. 4. Paulo L., Oleastro M., Gallardo E., Queiroz J.A., Domingues F. Anti-Helicobacter pylori and urease inhibitory activities of resveratrol and red wine. Food Res. Int. 2011;44(4):964–969. doi: 10.1016/j.foodres.2011.02.017. [CrossRef] []
    5. 5. Ngan L.T.M., Moon J.K., Shibamoto T., Ahn Y.J. Growth-inhibiting, bactericidal, and urease inhibitory effects of Paeonia lactiflora root constituents and related compounds on antibiotic-susceptible and-resistant strains of Helicobacter pylori. J. Agric. Food Chem. 2012;60(36):9062–9073. doi: 10.1021/jf3035034. [PubMed] [CrossRef] []
    6. 6. do Carmo Souza M., Beserra A.M.S., Martins D.C., Real V.V., dos Santos R.A.N., Rao V.S., da Silva R.M., de Oliveira Martins D.T. In vitro and in vivo anti-Helicobacter pylori activity of Calophyllum brasiliense Camb. J. Ethnopharmacol. 2009;123(3):452–458. doi: 10.1016/j.jep.2009.03.030. [PubMed] [CrossRef] []
    7. 7. Lin Y.T., Kwon Y.I., Labbe R.G., Shetty K. Inhibition of Helicobacter pylori and associated urease by oregano and cranberry phytochemical synergies. Appl. Environ. Microbiol. 2005;71(12):8558–8564. doi: 10.1128/AEM.71.12.8558-8564.2005. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    8. 8. Amin M., Anwar F., Naz F., Mehmood T., Saari N. Anti-Helicobacter pylori and urease inhibition activities of some traditional medicinal plants. Molecules. 2013;18(2):2135–2149. doi: 10.3390/molecules18022135. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    9. 9. Wang Y.C., Li W.Y., Wu D.C., Wang J.J., Wu C.H., Liao J.J., Lin C.K. In vitro activity of 2-methoxy-1, 4-naphthoquinone and stigmasta-7, 22-diene-3β-ol from Impatiens balsamina L. against multiple antibiotic-resistant Helicobacter pylori. Evid. Based Complement. Altern. Med. 2011;2011 doi: 10.1093/ecam/nep147. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    10. 10. O’Mahony R., Al-Khtheeri H., Weerasekera D., Fernando N., Vaira D., Holton J., Basset C. Bactericidal and anti-adhesive properties of culinary and medicinal plants against Helicobacter pylori. World J. Gastroenterol. 2005;11(47):7499. doi: 10.3748/wjg.v11.i47.7499. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    11. 11. Wittschier N., Faller G., Hensel A. Aqueous extracts and polysaccharides from liquorice roots (Glycyrrhiza glabra L.) inhibit adhesion of Helicobacter pylori to human gastric mucosa. J. Ethnopharmacol. 2009;125(2):218–223. doi: 10.1016/j.jep.2009.07.009. [PubMed] [CrossRef] []
    12. 12. Wittschier N., Faller G., Hensel A. An extract of Pelargonium sidoides (EPs 7630) inhibits in situ adhesion of Helicobacter pylori to human stomach. Phytomedicine. 2007;14(4):285–288. doi: 10.1016/j.phymed.2006.12.008. [PubMed] [CrossRef] []
    13. 13. Takagi A., Koga Y., Aiba Y., Kabir A.M., Watanabe S., Ohta‐Tada U., Osaki T., Kamiya S., Miwa T. Plaunotol suppresses interleukin‐8 secretion induced by Helicobacter pylori: therapeutic effect of plaunotol on H. pylori infection. J. Gastroenterol. Hepatol. 2000;15(4):374–380. doi: 10.1046/j.1440-1746.2000.02168.x. [PubMed] [CrossRef] []
    14. 14. Giner-Larza E.M., Máñez S., Giner R.M., Recio M.C., Prieto J.M., Cerdá-Nicolás M., Ríos J. Anti-inflammatory triterpenes from Pistacia terebinthus galls. Planta Med. 2002;68(04):311–315. doi: 10.1055/s-2002-26749. [PubMed] [CrossRef] []
    15. 15. Navarrete A., Trejo-Miranda J.L., Reyes-Trejo L. Principles of root bark of Hippocratea excelsa (Hippocrataceae) with gastroprotective activity. J. Ethnopharmacol. 2002;79(3):383–388. doi: 10.1016/S0378-8741(01)00414-7. [PubMed] [CrossRef] []
    16. 16. El-Gengaihi S.E., Hamed M.A., Aboubaker D.H., Mossa A.T. Flavonoids from sugar beet leaves as hepatoprotective agent. Int. J. Pharm. Pharm. Sci. 2016;8:281–286. []
    17. 17. El-Gengaihi S.E., Mossa A.T.H., Refaie A.A., Aboubaker D. Hepatoprotective efficacy of Cichorium intybus L. extract against carbon tetrachloride-induced liver damage in rats. J. Diet. Suppl. 2016;13:570–584. doi: 10.3109/19390211.2016.1144230. [PubMed] [CrossRef] []
    18. 18. Baker D.A., Al-Moghazy M., ElSayed A.A.A. The in vitro cytotoxicity, antioxidant and antibacterial potential of Satureja hortensis L. essential oil cultivated in Egypt. Bioorg. Chem. 2020;95:103559. https://www.researchgate.net/publication/301490287 [PubMed] []
    19. 19. Abou Baker D.H., Rady Hanaa M. Bioassay-guided approach employed to isolate and identify anticancer compounds from Physalis peruviana calyces. Plant Arch. 2020;20(1):3285–3291. https://www.researchgate.net/publication/340132967 []
    20. 20. Abou Baker D.H. Achillea millefolium L. ethyl acetate fraction induces apoptosis and cell cycle arrest in human cervical cancer (HeLa) cells. Ann. Agric. Sci. 2020 doi: 10.1016/j.aoas.2020.03.003. In press. [CrossRef] []
    21. 21. Salam M.A., Ibrahim B.M., El-Batran S.E., El-Gengaihi S.E., Baker D.H. Study of the possible antihypertensive and hypolipidemic effects of an herbal mixture on l-name-induced hypertensive rats. Asian J. Pharm. Clin. Res. 2016;9:85–90. doi: 10.22159/ajpcr.2016.v9i5.12175. [CrossRef] []
    22. 22. 42(3):413–417. doi: 10.1590/S1516-93322006000300010. [CrossRef] []
    23. 23. Olaleye S.B., Farombi E.O. Attenuation of indomethacin‐and HCl/ethanol‐induced oxidative gastric mucosa damage in rats by kolaviron, a natural biflavonoid of Garcinia kola seed. Phytother. Res. 2006;20(1):14–20. doi: 10.1002/ptr.1793. [PubMed] [CrossRef] []
    24. 24. González-Segovia R., Quintanar J.L., Salinas E., Ceballos-Salazar R., Aviles-Jiménez F., Torres-López J. Effect of the flavonoid quercetin on inflammation and lipid peroxidation induced by Helicobacter pylori in gastric mucosa of guinea pig. J. Gastroenterol. 2008;43(6):441. doi: 10.1007/s00535-008-2184-7. [PubMed] [CrossRef] []
    25. 25. Kataoka M., Hirata K., Kunikata T., Ushio S., Iwaki K., Ohashi K., Ikeda M., Kurimoto M. Antibacterial action of tryptanthrin and kaempferol, isolated from the indigo plant (Polygonum tinctorium Lour.), against Helicobacter pylori-infected Mongolian gerbils. J. Gastroenterol. 2001;36(1):5–9. doi: 10.1007/s005350170147. [PubMed] [CrossRef] []
    26. 26. Martini S., D’Addario C., Colacevich A., Focardi S., Borghini F., Santucci A., Figura N., Rossi C. Antimicrobial activity against Helicobacter pylori strains and antioxidant properties of blackberry leaves (Rubus ulmifolius) and isolated compounds. Int. J. Antimicrob. Agents. 2009;34(1):50–59. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2009.01.010. [PubMed] [CrossRef] []
    27. 27. Matsubara S., Shibata H., Ishikawa F., Yokokura T., Takahashi M., Sugimura T., Wakabayashi K. Suppression of Helicobacter pylori-induced gastritis by green tea extract in Mongolian gerbils. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2003;310(3):715–719. doi: 10.1016/j.bbrc.2003.09.066. [PubMed] [CrossRef] []
    28. 28. Kuo C.H., Weng B.C., Wu C.C., Yang S.F., Wu D.C., Wang Y.C. Apigenin has anti-atrophic gastritis and anti-gastric cancer progression effects in Helicobacter pylori-infected Mongolian gerbils. J. Ethnopharmacol. 2014;151(3):1031–1039. doi: 10.1016/j.jep.2013.11.040. [PubMed] [CrossRef] []
    29. 29. Asha M.K., Debraj D., Edwin J.R., Srikanth H.S., Muruganantham N., Dethe S.M., Anirban B., Jaya B., Deepak M., Agarwal A. In vitro anti-Helicobacter pylori activity of a flavonoid rich extract of Glycyrrhiza glabra and its probable mechanisms of action. J. Ethnopharmacol. 2013;145(2):581–586. doi: 10.1016/j.jep.2012.11.033. [PubMed] [CrossRef] []
    30. 30. Wang H.H., Chung J.G. Emodin-induced inhibition of growth and DNA damage in the Helicobacter pylori. Curr. Microbiol. 1997;35(5):262–266. doi: 10.1007/s002849900250. [PubMed] [CrossRef] []
    31. 31. Marhuenda E., Martin M.J., Alarcon Lastra C.D.L. Antiulcerogenic activity of aescine in different experimental models. Phytother. Res. 1993;7(1):13–16. doi: 10.1002/ptr.2650070105. [CrossRef] []
    32. 32. Jeong C.S., Hyun J.E., Kim Y.S., Lee E.S. Ginsenoside RB 1 the anti-ulcer constituent from the head of Panax ginseng. Arch. Pharm. Res. 2003;26(11):906. doi: 10.1007/BF02980198. [PubMed] [CrossRef] []
    33. 33. Lee E.B., Kim O.J., Kang S.S., Jeong C. Araloside A, an antiulcer constituent from the root bark of Aralia elata. Biol. Pharm. Bull. 2005;28(3):523–526. doi: 10.1248/bpb.28.523. [PubMed] [CrossRef] []
    34. 34. Klopell F.C., Lemos M., Sousa J.P.B., Comunello E., Maistro E.L., Bastos J.K., De Andrade S.F. Nerolidol, an antiulcer constituent from the essential oil of Baccharis dracunculifolia DC (Asteraceae) Z. Naturforschung C. 2007;62(7–8):537–542. doi: 10.1515/znc-2007-7-812. [PubMed] [CrossRef] []
    35. 35. Ohta Y., Kamiya Y., Imai Y., Arisawa T., Nakano H. Plaunotol prevents the progression of acute gastric mucosal lesions induced by compound 48/80, a mast cell degranulator, in rats. Pharmacology. 2005;74(4):182–192. doi: 10.1159/000085388. [PubMed] [CrossRef] []
    36. 36. Kim J.H., Kim Y.S., Song G.G., Park J.J., Chang H.I. Ulcers and gastrointestinal health. Eur. J. Pharmacol. 2005;514(1):53–59. [PubMed] []
    37. 37. Rodríguez J.A., Theoduloz C., Yáñez T., Becerra J., Schmeda-Hirschmann G. Gastroprotective and ulcer healing effect of ferruginol in mice and rats: assessment of its mechanism of action using in vitro models. Life Sci. 2006;78(21):2503–2509. doi: 10.1016/j.lfs.2005.10.018. [PubMed] [CrossRef] []
    38. 38. Rozza A.L., Hiruma-Lima C.A., Takahira R.K., Padovani C.R., Pellizzon C.H. Effect of menthol in experimentally induced ulcers: pathways of gastroprotection. Chem. Biol. Interact. 2013;206(2):272–278. doi: 10.1016/j.cbi.2013.10.003. [PubMed] [CrossRef] []
    39. 39. Rozza A.L., de Faria F.M., Brito A.R.S., Pellizzon C.H. The gastroprotective effect of menthol: involvement of anti-apoptotic, antioxidant and anti-inflammatory activities. PLoS One. 2014;9(1):e86686. doi: 10.1371/journal.pone.0086686. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    40. 40. Nergard C.S., Diallo D., Inngjerdingen K., Michaelsen T.E., Matsumoto T., Kiyohara H., Yamada H., Paulsen B.S. Medicinal use of Cochlospermum tinctorium in Mali: anti-ulcer-, radical scavenging-and immunomodulating activities of polymers in the aqueous extract of the roots. J. Ethnopharmacol. 2005;96(1–2):255–269. doi: 10.1016/j.jep.2004.09.018. [PubMed] [CrossRef] []
    41. 41. Almeida E.S.S., Filho V.C., Niero R., Clasen B.K., Balogun S.O., Oliveira Martins D.T. Pharmacological mechanisms underlying the anti-ulcer activity of methanol extract and canthin-6-one of Simaba ferruginea A. St-Hil. in animal models. J. Ethnopharmacol. 2011;134:630–636. doi: 10.1016/j.jep.2011.01.009. [PubMed] [CrossRef] []
    42. 42. Toma W., Trigo J.R., Bensuaski de Paula A.C., Souza Brito. ARM Preventive activity of pyrrolizidine alkaloids from Senecio brasiliensis (Asteraceae) on gastric and duodenal induced ulcer on mice and rats. J. Ethnopharmacol. 2004;95:345–351. doi: 10.1016/j.jep.2004.08.017. [PubMed] [CrossRef] []
    43. 43. Konturek P.C., Konturek S.J., Majka J., Zembala M., Hahn E.G. Melatonin affords protection against gastric lesions induced by ischemia-reperfusion possibly due to its antioxidant and mucosal microcirculatory effects. Eur. J. Pharmacol. 1997;322(1):73–77. doi: 10.1016/S0014-2999(97)00051-4. [PubMed] [CrossRef] []
    44. 44. Ozaki Y. Pharmacological studies of indole alkaloids obtained from domestic plants, Uncaria rhynchophylla Miq. and Amsonia elliptica Roem. Et Schult. Nihon yakurigaku zasshi. Folia Pharmacol. Jpn. 1989;94(1):17–26. doi: 10.1254/fpj.94.17. [PubMed] [CrossRef] []
    45. 45. Mahady G.B., Pendland S.L., Stoia A., Hamill F.A., Fabricant D., Dietz B.M., Chadwick L.R. In vitro susceptibility of Helicobacter pylori to botanical extracts used traditionally for the treatment of gastrointestinal disorders. Phytother. Res. 2005;19(11):988–991. doi: 10.1002/ptr.1776. [PubMed] [CrossRef] []
    46. 46. Zaidi S.F., Muhammad J.S., Shahryar S., Usmanghani K., Gilani A.H., Jafri W., Sugiyama T. Anti-inflammatory and cytoprotective effects of selected Pakistani medicinal plants in Helicobacter pylori-infected gastric epithelial cells. J. Ethnopharmacol. 2012;141(1):403–410. doi: 10.1016/j.jep.2012.03.001. [PubMed] [CrossRef] []
    47. 47. Sánchez-Mendoza M.E., Rodríguez-Silverio J., Rivero-Cruz J.F., Rocha-González H.I., Pineda-Farías J.B., Arrieta J. Antinociceptive effect and gastroprotective mechanisms of 3, 5-diprenyl-4-hydroxyacetophenone from Ageratina pichinchensis. Fitoterapia. 2013;87:11–19. doi: 10.1016/j.fitote.2013.03.015. [PubMed] [CrossRef] []
    48. 48. Ndip R.N., Tarkang A.E.M., Mbullah S.M., Luma H.N., Malongue A., Ndip L.M., Nyongbela K., Wirmum C., Efange S.M. In vitro anti-Helicobacter pylori activity of extracts of selected medicinal plants from North West Cameroon. J. Ethnopharmacol. 2007;114(3):452–457. doi: 10.1016/j.jep.2007.08.037. [PubMed] [CrossRef] []
    49. 49. Li H., Meng L., Liu F., Wei J.F., Wang Y.Q. H+/K+-ATPase inhibitors: a patent review. Expert Opin. Ther. Pat. 2013;23(1):99–111. doi: 10.1517/13543776.2013.741121. [PubMed] [CrossRef] []
    50. 50. Lima Z.P., Calvo T.R., Silva E.F., Pellizzon C.H., Vilegas W., Brito A.R.M.S., Bauab T.M., Hiruma-Lima C.A. Brazilian medicinal plant acts on prostaglandin level and Helicobacter pylori. J. Med. Food. 2008;11(4):701–708. doi: 10.1089/jmf.2007.0676. [PubMed] [CrossRef] []
    51. 51. Lima Z.P., Bonamin F., Calvo T.R., Vilegas W., Santos L.C., Rozza A.L., Pellizzon C.H., Rocha L.R., Hiruma-Lima C.A. Effects of the ethyl acetate fraction of Alchornea triplinervia on healing gastric ulcer in rats. Pharmaceuticals. 2011;4(11):1423–1433. doi: 10.3390/ph4111423. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    52. 52. O’Gara E.A., Hill D.J., Maslin D.J. Activities of garlic oil, garlic powder, and their diallyl constituents against Helicobacter pylori. Appl. Environ. Microbiol. 2000;66(5):2269–2273. doi: 10.1128/AEM.66.5.2269-2273.2000. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    53. 53. Gail M.H., Pfeiffer R.M., Brown L.M., Zhang L., Ma J.L., Pan K.F., Liu W.D., You W.C. Garlic, vitamin, and antibiotic treatment for Helicobacter pylori: a randomized factorial controlled trial. Helicobacter. 2007;12(5):575–578. doi: 10.1111/j.1523-5378.2007.00528.x. [PubMed] [CrossRef] []
    54. 54. Gu L.K., Zhou P., Zhou J., Wang R.M., Yang W.J., Deng D.J. Effect of selenium-enriched garlic on chronic gastritis of the glandular stomach of Mongolian gerbils induced by H. pylori. Zhonghua Yu Fang Yi Xue Za Zhi. 2007;41:104–107. [PubMed] []
    55. 55. Liu S., Sun Y., Li W., Yu H., Li X., Liu Z., Zeng J., Zhou Y., Chen C., Jia J. The antibacterial mode of action of allitridi for its potential use as a therapeutic agent against Helicobacter pylori infection. FEMS Microbiol. Lett. 2010;303(2):183–189. doi: 10.1111/j.1574-6968.2009.01877.x. [PubMed] [CrossRef] []
    56. 56. Cellini L., Di Campli E., Masulli M., Di Bartolomeo S., Allocati N. Inhibition of Helicobacter pylori by garlic extract (Allium sativum) FEMS Immunol. Med. Microbiol. 1996;13(4):273–277. doi: 10.1111/j.1574-695X.1996.tb00251.x. [PubMed] [CrossRef] []
    57. 57. Prabjone R., Thong-Ngam D., Wisedopas N., Chatsuwan T., Patumraj S. Anti-inflammatory effects of Aloe vera on leukocyte–endothelium interaction in the gastric microcirculation of Helicobacter pylori-infected rats. Clin. Hemorheol. Microcirc. 2006;35(3):359–366. [PubMed] []
    58. 58. Hsieh S.C., Fang S.H., Rao Y.K., Tzeng Y.M. Inhibition of pro-inflammatory mediators and tumor cell proliferation by Anisomeles indica extracts. J. Ethnopharmacol. 2008;118(1):65–70. doi: 10.1016/j.jep.2008.03.003. [PubMed] [CrossRef] []
    59. 59. Rosas-Acevedo H., Terrazas T., González-Trujano M.E., Guzmán Y., Soto-Hernández M. Anti-ulcer activity of Cyrtocarpa procera analogous to that of Amphipterygium adstringens, both assayed on the experimental gastric injury in rats. J. Ethnopharmacol. 2011;134(1):67–73. doi: 10.1016/j.jep.2010.11.057. [PubMed] [CrossRef] []
    60. 60. Cho C.H., Mei Q.B., Shang P., Lee S.S., So H.L., Guo X., Li Y. Study of the gastrointestinal protective effects of polysaccharides from Angelica sinensis in rats. Planta Med. 2000;66(04):348–351. doi: 10.1055/s-2000-8552. [PubMed] [CrossRef] []
    61. 61. Castillo-Juárez I., González V., Jaime-Aguilar H., Martínez G., Linares E., Bye R., Romero I. Anti-Helicobacter pylori activity of plants used in Mexican traditional medicine for gastrointestinal disorders. J. Ethnopharmacol. 2009;122(2):402–405. doi: 10.1016/j.jep.2008.12.021. [PubMed] [CrossRef] []
    62. 62. Konstantinopoulou M., Karioti A., Skaltsas S., Skaltsa H. Sesquiterpene lactones from Anthemis altissima and their anti-Helicobacter pylori activity. J. Nat. Prod. 2003;66(5):699–702. doi: 10.1021/np020472m. [PubMed] [CrossRef] []
    63. 63. Mafioleti L., da Silva Junior I.F., Colodel E.M., Flach A., de Oliveira Martins D.T. Evaluation of the toxicity and antimicrobial activity of hydroethanolic extract of Arrabidaea chica (Humb. & Bonpl.) B. Verl. J. Ethnopharmacol. 2013;150(2):576–582. doi: 10.1016/j.jep.2013.09.008. [PubMed] [CrossRef] []
    64. 64. Wang K.T., Chen L.G., Wu C.H., Chang C.C., Wang C.C. Gastroprotective activity of atractylenolide III from Atractylodes ovata on ethanol‐induced gastric ulcer in vitro and in vivo. J. Pharm. Pharmacol. 2010;62(3):381–388. doi: 10.1211/jpp.62.03.0014. [PubMed] [CrossRef] []
    65. 65. Cogo L.L., Monteiro C.L.B., Miguel M.D., Miguel O.G., Cunico M.M., Ribeiro M.L., Camargo E.R.D., Kussen G.M.B., Nogueira K.D.S., Costa L.M.D. Anti-Helicobacter pylori activity of plant extracts traditionally used for the treatment of gastrointestinal disorders. Braz. J. Microbiol. 2010;41(2):304–309. [PMC free article] [PubMed] []
    66. 66. Abdelwahab S.I., Mohan S., Abdulla M.A., Sukari M.A., Abdul A.B., Taha M.M.E., Syam S., Ahmad S., Lee K.H. The methanolic extract of Boesenbergia rotunda (L.) Mansf. and its major compound pinostrobin induces anti-ulcerogenic property in vivo: possible involvement of indirect antioxidant action. J. Ethnopharmacol. 2011;137(2):963–970. doi: 10.1016/j.jep.2011.07.010. [PubMed] [CrossRef] []
    67. 67. Epifano F., Menghini L., Pagiotti R., Angelini P., Genovese S., Curini M. In vitro inhibitory activity of boropinic acid against Helicobacter pylori. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2006;16(21):5523–5525. doi: 10.1016/j.bmcl.2006.08.043. [PubMed] [CrossRef] []
    68. 68. Galan M.V., Kishan A.A., Silverman A.L. Oral broccoli sprouts for the treatment of Helicobacter pylori infection: a preliminary report. Dig. Dis. Sci. 2004;49(7–8):1088–1090. doi: 10.1023/B:DDAS.0000037792.04787.8a. [PubMed] [CrossRef] []
    69. 69. Banskota A.H., Tezuka Y., Adnyana I.K., Ishii E., Midorikawa K., Matsushige K., Kadota S. Hepatoprotective and anti-Helicobacter pylori activities of constituents from Brazilian propolis. Phytomedicine. 2001;8(1):16–23. doi: 10.1078/0944-7113-00004. [PubMed] [CrossRef] []
    70. 70. Okeleye B.I., Bessong P.O., Ndip R.N. Preliminary phytochemical screening and in vitro anti-Helicobacter pylori activity of extracts of the stem bark of Bridelia micrantha (Hochst., Baill., Euphorbiaceae) Molecules. 2011;16(8):6193–6205. doi: 10.3390/molecules16086193. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    71. 71. Adefuye A.O., Ndip R.N. Phytochemical analysis and antibacterial evaluation of the ethyl acetate extract of the stem bark of Bridelia micrantha. Pharmacogn. Mag. 2013;9(33):45. [PMC free article] [PubMed] []
    72. 72. Bonacorsi C., Da Fonseca L.M., Raddi M.S.G., Kitagawa R.R., Vilegas W. Comparison of Brazilian plants used to treat gastritis on the oxidative burst of Helicobacter pylori-stimulated neutrophil. Evid. Based Complement. Altern. Med. 2013;2013 doi: 10.4103/0973-1296.108139. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    73. 73. Lima Z.P., dos Santos R.D.C., Torres T.U., Sannomiya M., Rodrigues C.M., dos Santos L.C., Pellizzon C.H., Rocha L.R.M., Vilegas W., Brito A.R.M.S., Cardoso C.R.P. Byrsonima fagifolia: an integrative study to validate the gastroprotective, healing, antidiarrheal, antimicrobial and mutagenic action. J. Ethnopharmacol. 2008;120(2):149–160. doi: 10.1016/j.jep.2008.07.047. [PubMed] [CrossRef] []
    74. 74. Santos R.C., Kushima H., Rodrigues C.M., Sannomiya M., Rocha L.R.M., Bauab T.M., Tamashiro J., Vilegas W., Hiruma-Lima C.A. Byrsonima intermedia A. Juss.: gastric and duodenal anti-ulcer, antimicrobial and antidiarrheal effects in experimental rodent models. J. Ethnopharmacol. 2012;140(2):203–212. doi: 10.1016/j.jep.2011.12.008. [PubMed] [CrossRef] []
    75. 75. Lemos L.M.S., Martins T.B., Tanajura G.H., Gazoni V.F., Bonaldo J., Strada C.L., da Silva M.G., Dall’Oglio E.L., de Sousa Júnior P.T., de Oliveira Martins D.T. Evaluation of antiulcer activity of chromanone fraction from Calophyllum brasiliesnse Camb. J. Ethnopharmacol. 2012;141(1):432–439. doi: 10.1016/j.jep.2012.03.006. [PubMed] [CrossRef] []
    76. 76. Takabayashi F., Harada N., Yamada M., Murohisa B., Oguni I. Inhibitory effect of green tea catechins in combination with sucralfate on Helicobacter pylori infection in Mongolian gerbils. J. Gastroenterol. 2004;39(1):61–63. doi: 10.1007/s00535-003-1246-0. [PubMed] [CrossRef] []
    77. 77. Ruggiero P., Rossi G., Tombola F., Pancotto L., Lauretti L., Del Giudice G., Zoratti M. Red wine and green tea reduce H pylori-or VacA-induced gastritis in a mouse model. World J. Gastroenterol.: WJG. 2007;13(3):349. doi: 10.3748/wjg.v13.i3.349. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    78. 78. Nariman F., Eftekhar F., Habibi Z., Massarrat S., Malekzadeh R. Antibacterial activity of twenty Iranian plant extracts against clinical isolates of Helicobacter pylori. Iran. J. Basic Med. Sci. 2009;12(2):105–111. []
    79. 79. Spósito L., Oda F.B., Vieira J.H., Carvalho F.A., dos Santos Ramos M.A., de Castro R.C., Crevelin E.J., Crotti A.E.M., Santos A.G., da Silva P.B., Chorilli M. In vitro and in vivo anti-Helicobacter pylori activity of Casearia sylvestris leaf derivatives. J. Ethnopharmacol. 2019;233:1–12. doi: 10.1016/j.jep.2018.12.032. [PubMed] [CrossRef] []
    80. 80. Shikov A.N., Pozharitskaya O.N., Makarov V.G., Kvetnaya A.S. Antibacterial activity of Chamomilla recutita oil extract against Helicobacter pylori. Phytother. Res. 2008;22(2):252–253. doi: 10.1002/ptr.2243. [PubMed] [CrossRef] []
    81. 81. Stamatis G., Kyriazopoulos P., Golegou S., Basayiannis A., Skaltsas S., Skaltsa H. In vitro anti-Helicobacter pylori activity of Greek herbal medicines. J. Ethnopharmacol. 2003;88(2–3):175–179. doi: 10.1016/S0378-8741(03)00217-4. [PubMed] [CrossRef] []
    82. 82. Mabe K., Yamada M., Oguni I., Takahashi T. In vitro and in vivo activities of tea catechins against Helicobacter pylori. Antimicrob. Agents Chemother. 1999;43(7):1788–1791. doi: 10.1128/AAC.43.7.1788. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    83. 83. Hosseininejad Z., Moghadam S.D., Ebrahimi F., Abdollahi M., Zahedi M.J., Nazari M., Hayatbakhsh M., Adeli S., Sharififar F. In vitro screening of selected Iranian medicinal plants against Helicobacter pylori. Int. J. Green Pharm. (IJGP) 2011;5(4) doi: 10.22377/ijgp.v5i4.214. [CrossRef] []
    84. 84. Ali S.M., Khan A.A., Ahmed I., Musaddiq M., Ahmed K.S., Polasa H., Rao L.V., Habibullah C.M., Sechi L.A., Ahmed N. Antimicrobial activities of Eugenol and Cinnamaldehyde against the human gastric pathogen Helicobacter pylori. Ann. Clin. Microbiol. Antimicrob. 2005;4(1):20. doi: 10.1186/1476-0711-4-20. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    85. 85. Tabak M., Armon R., Neeman I. Cinnamon extracts’ inhibitory effect on Helicobacter pylori. J. Ethnopharmacol. 1999;67(3):269–277. doi: 10.1016/S0378-8741(99)00054-9. [PubMed] [CrossRef] []
    86. 86. Nabati F., Mojab F., Habibi-Rezaei M., Bagherzadeh K., Amanlou M., Yousefi B. Large scale screening of commonly used Iranian traditional medicinal plants against urease activity. Daru J. Pharm. Sci. 2012;20(1):72. doi: 10.1186/2008-2231-20-72. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    87. 87. Yeşilada E., Gürbüz I., Shibata H. Screening of Turkish anti-ulcerogenic folk remedies for anti-Helicobacter pylori activity. J. Ethnopharmacol. 1999;66(3):289–293. doi: 10.1016/S0378-8741(98)00219-0. [PubMed] [CrossRef] []
    88. 88. Ustün O., Ozçelik B., Akyön Y., Abbasoglu U., Yesilada E. Flavonoids with anti-Helicobacter pylori activity from Cistus laurifolius leaves. J. Ethnopharmacol. 2006;108(3):457–461. doi: 10.1016/j.jep.2006.06.001. [PubMed] [CrossRef] []
    89. 89. Bonamin F., Moraes T.M., Dos Santos R.C., Kushima H., Faria F.M., Silva M.A., Junior I.V., Nogueira L., Bauab T.M., Brito A.R.S., da Rocha L.R. The effect of a minor constituent of essential oil from Citrus aurantium: the role of β-myrcene in preventing peptic ulcer disease. Chem. Biol. Interact. 2014;212:11–19. doi: 10.1016/j.cbi.2014.01.009. [PubMed] [CrossRef] []
    90. 90. Rozza A.L., de Mello Moraes T., Kushima H., Tanimoto A., Marques M.O.M., Bauab T.M., Hiruma-Lima C.A., Pellizzon C.H. Gastroprotective mechanisms of Citrus lemon (Rutaceae) essential oil and its majority compounds limonene and β-pinene: involvement of heat-shock protein-70, vasoactive intestinal peptide, glutathione, sulfhydryl compounds, nitric oxide and prostaglandin E2. Chem. Biol. Interact. 2011;189(1–2):82–89. doi: 10.1016/j.cbi.2010.09.031. [PubMed] [CrossRef] []
    91. 91. Poovendran P., Kalaigandhi V., Poongunran E. Antimicrobial activity of the leaves of Cocculus hirsutus against gastric ulcer producing Helicobacter pylori. J. Pharm. Res. 2011;4:4294–4295. doi: 10.1186/s12941-014-0054-0. [CrossRef] []
    92. 92. Njume C., Jide A.A., Ndip R.N. Aqueous and organic solvent-extracts of selected South African medicinal plants possess antimicrobial activity against drug-resistant strains of Helicobacter pylori: inhibitory and bactericidal potential. Int. J. Mol. Sci. 2011;12(9):5652–5665. doi: 10.3390/ijms12095652. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    93. 93. Suleiman M.M., Tauheed M., Babandi J.S., Umar R., Sulaiman M.H., Shittu M., Isa H.I. An in vivo experimental trial to determine the efficacy of stem-bark extract of Khaya senegalensis A. Juss (Meliaceae) for treating gastric ulcer in rat. Int. J. Med. Aromat. Plants. 2013;3(3):352–361. []
    94. 94. Reyes‐Trejo B., Sánchez‐Mendoza M.E., Becerra‐García A.A., Cedillo‐Portugal E., Castillo‐Henkel C., Arrieta J. Bioassay‐guided isolation of an anti‐ulcer diterpenoid from Croton reflexifolius: role of nitric oxide, prostaglandins and sulfhydryls. J. Pharm. Pharmacol. 2008;60(7):931–936. doi: 10.1211/jpp.60.7.0016. [PubMed] [CrossRef] []
    95. 95. Koga T., Kawada H., Utsui Y., Domon H., Ishii C., Yasuda H. In-vitro and in-vivo antibacterial activity of plaunotol, a cytoprotective antiulcer agent, against Helicobacter pylori. J. Antimicrob. Chemother. 1996;37(5):919–929. doi: 10.1093/jac/37.5.919. [PubMed] [CrossRef] []
    96. 96. Nostro A., Cellini L., Bartolomeo S.D., Campli E.D., Grande R., Cannatelli M.A., Marzio L., Alonzo V. Antibacterial effect of plant extracts against Helicobacter pylori. Phytother. Res. 2005;19(3):198–202. doi: 10.1002/ptr.1640. [PubMed] [CrossRef] []
    97. 97. Zaidi S.F.H., Yamada K., Kadowaki M., Usmanghani K., Sugiyama T. Bactericidal activity of medicinal plants, employed for the treatment of gastrointestinal ailments, against Helicobacter pylori. J. Ethnopharmacol. 2009;121(2):286–291. doi: 10.1016/j.jep.2008.11.001. [PubMed] [CrossRef] []
    98. 98. Ohno T., Kita M., Yamaoka Y., Imamura S., Yamamoto T., Mitsufuji S., Kodama T., Kashima K., Imanishi J. Antimicrobial activity of essential oils against Helicobacter pylori. Helicobacter. 2003;8(3):207–215. doi: 10.1046/j.1523-5378.2003.00146.x. [PubMed] [CrossRef] []
    99. 99. Jaguezeski A.M., Perin G., Crecencio R.B., Baldissera M.D., Stefanil L.M., da Silva A.S. Addition of curcumin in dairy sheep diet in the control of subclinical mastitis. Acta Sci. Vet. 2018;46:7. []
    100. 100. Escobedo-Hinojosa W.I., del Carpio J.D., Palacios-Espinosa J.F., Romero I. Contribution to the ethnopharmacological and anti-Helicobacter pylori knowledge of Cyrtocarpa procera Kunth (Anacardiaceae) J. Ethnopharmacol. 2012;143(1):363–371. doi: 10.1016/j.jep.2012.07.001. [PubMed] [CrossRef] []
    101. 101. Kushima H., Nishijima C.M., Rodrigues C.M., Rinaldo D., Sassá M.F., Bauab T.M., Di Stasi L.C., Carlos I.Z., Brito A.R.M.S., Vilegas W., Hiruma-Lima C.A. Davilla elliptica and Davilla nitida: gastroprotective, anti-inflammatory immunomodulatory and anti-Helicobacter pylori action. J. Ethnopharmacol. 2009;123(3):430–438. doi: 10.1016/j.jep.2009.03.031. [PubMed] [CrossRef] []
    102. 102. Bergonzelli G.E., Donnicola D., Porta N., Corthesy-Theulaz I.E. Essential oils as components of a diet-based approach to management of Helicobacter infection. Antimicrob. Agents Chemother. 2003;47(10):3240–3246. doi: 10.1128/AAC.47.10.3240-3246.2003. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    103. 103. Uyub A.M., Nwachukwu I.N., Azlan A.A., Fariza S.S. 2010. In-Vitro Antibacterial Activity and Cytotoxicity of Selected Medicinal Plant Extracts from Penang Island Malaysia on Metronidazole-Resistant-Helicobacter Pylori and Some Pathogenic Bacteria.http://hdl.handle.net/10125/21002 []
    104. 104. Ramadan M.A., Safwat N.A. Antihelicobacter activity of a flavonoid compound isolated from Desmostachya bipinnata. Aust. J. Basic Appl. Sci. 2009;3(3):2270–2277. https://www.researchgate.net/publication/281526897 []
    105. 105. Ibrahim N.H., Awaad A.S., Alnafisah R.A., Alqasoumi S.I., El-Meligy R.M., Mahmoud A.Z. In–vitro activity of Desmostachya bipinnata (L.) Stapf successive extracts against Helicobacter pylori clinical isolates. Saudi Pharm. J. 2018;26(4):535–540. doi: 10.1016/j.jsps.2018.02.002. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    106. 106. Miguel G., Faleiro L., Cavaleiro C., Salgueiro L., Casanova J. Susceptibility of Helicobacter pylori to essential oil of Dittrichia viscosa subsp. revoluta. Phytother. Res. 2008;22(2):259–263. doi: 10.1002/ptr.2284. [PubMed] [CrossRef] []
    107. 107. Adeniyi C.B.A., Lawal T.O., Mahady G.B. In vitro susceptibility of Helicobacter pylori to extracts of Eucalyptus camaldulensis and Eucalyptus torelliana. Pharm. Biol. 2009;47(1):99–102. doi: 10.1080/13880200802448708. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    108. 108. Li Y., Xu C., Zhang Q., Liu J.Y., Tan R.X. In vitro anti-Helicobacter pylori action of 30 Chinese herbal medicines used to treat ulcer diseases. J. Ethnopharmacol. 2005;98(3):329–333. doi: 10.1016/j.jep.2005.01.020. [PubMed] [CrossRef] []
    109. 109. Sánchez-Mendoza M.E., Reyes-Trejo B., Sánchez-Gómez P., Rodríguez-Silverio J., Castillo-Henkel C., Cervantes-Cuevas H., Arrieta J. Bioassay-guided isolation of an anti-ulcer chromene from Eupatorium aschenbornianum: role of nitric oxide, prostaglandins and sulfydryls. Fitoterapia. 2010;81(1):66–71. doi: 10.1016/j.fitote.2009.07.009. [PubMed] [CrossRef] []
    110. 110. Hamasaki N., Ishii E., Tominaga K., Tezuka Y., Nagaoka T., Kadota S., Kuroki T., Yano I. Highly selective antibacterial activity of novel alkyl quinolone alkaloids from a Chinese herbal medicine, Gosyuyu (Wu-Chu-Yu), against Helicobacter pylori in vitro. Microbiol. Immunol. 2000;44(1):9–15. https://www.jstage.jst.go.jp/article/mandi1977/44/1/44_1_9/_article/-char/ja/ [PubMed] []
    111. 111. Basile A., Conte B., Rigano D., Senatore F., Sorbo S. Antibacterial and antifungal properties of acetonic extract of Feijoa sellowiana fruits and its effect on Helicobacter pylori growth. J. Med. Food. 2010;13(1):189–195. doi: 10.1089/jmf.2008.0301. [PubMed] [CrossRef] []
    112. 112. Basile A., Sorbo S., Spadaro V., Bruno M., Maggio A., Faraone N., Rosselli S. Antimicrobial and antioxidant activities of coumarins from the roots of Ferulago campestris (Apiaceae) Molecules. 2009;14(3):939–952. doi: 10.3390/molecules14030939. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    113. 113. Rosselli S., Maggio A.M., Faraone N., Spadaro V., Morris-Natschke S.L., Bastow K.F., Lee K.H., Bruno M. The cytotoxic properties of natural coumarins isolated from roots of Ferulago campestris (Apiaceae) and of synthetic ester derivatives of aegelinol. Nat. Prod. Commun. 2009;4(12) doi: 10.1177/1934578X0900401219. p.1934578X0900401219. [PubMed] [CrossRef] []
    114. 114. Jadhav S.G., Meshram R.J., Gond D.S., Gacche R.N. Inhibition of growth of Helicobacter pylori and its urease by coumarin derivatives: molecular docking analysis. J. Pharm. Res. 2013;7(8):705–711. doi: 10.1016/j.jopr.2013.09.002. [CrossRef] []
    115. 115. Kawase M., Tanaka T., Sohara Y., Tani S., Sakagami H., Hauer H., Chatterjee S.S. Structural requirements of hydroxylated coumarins for in vitro anti-Helicobacter pylori activity. In Vivo. 2003;17(5):509–512. [PubMed] []
    116. 116. Niero R., Dal Molin M.M., Silva S., Damian N.S., Maia L.O., Delle Monache F., Cechinel Filho V., de Andrade S.F. Gastroprotective effects of extracts and guttiferone A isolated from Garcinia achachairu Rusby (Clusiaceae) against experimentally induced gastric lesions in mice. Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. 2012;385(11):1103–1109. doi: 10.1007/s00210-012-0788-1. [PubMed] [CrossRef] []
    117. 117. Zhang X.Q., Gu H.M., Li X.Z., Xu Z.N., Chen Y.S., Li Y. Anti-Helicobacter pylori compounds from the ethanol extracts of Geranium wilfordii. J. Ethnopharmacol. 2013;147(1):204–207. doi: 10.1016/j.jep.2013.02.032. [PubMed] [CrossRef] []
    118. 118. Shahani S., Monsef-Esfahani H.R., Saeidnia S., Saniee P., Siavoshi F., Foroumadi A., Samadi N., Gohari A.R. Anti-Helicobacter pylori activity of the methanolic extract of Geum iranicum and its main compounds. Z. Naturforschung C. 2012;67(3–4):172–180. doi: 10.1515/znc-2012-3-409. [PubMed] [CrossRef] []
    119. 119. Fukai T., Marumo A., Kaitou K., Kanda T., Terada S., Nomura T. Anti-Helicobacter pylori flavonoids from licorice extract. Life Sci. 2002;71(12):1449–1463. [PubMed] []
    120. 120. Aly A.M., Al-Alousi L., Salem H.A. Licorice: a possible anti-inflammatory and anti-ulcer drug. AAPS PharmSciTech. 2005;6(1):E74–E82. doi: 10.1016/S0024-3205(02)01864-7. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    121. 121. de Mello Moraes T., Rodrigues C.M., Kushima H., Bauab T.M., Villegas W., Pellizzon C.H., Brito A.R.M.S., Hiruma-Lima C.A. Hancornia speciosa: indications of gastroprotective, healing and anti-Helicobacter pylori actions. J. Ethnopharmacol. 2008;120(2):161–168. doi: 10.1016/j.jep.2008.08.001. [PubMed] [CrossRef] []
    122. 122. Shang X., Tan Q., Liu R., Yu K., Li P., Zhao G.P. In vitro anti-Helicobacter pylori effects of medicinal mushroom extracts, with special emphasis on the Lion’s Mane mushroom, Hericium erinaceus (higher Basidiomycetes) Int. J. Med. Mushrooms. 2013;15(2):165–174. doi: 10.1615/IntJMedMushr.v15.i2.50. [PubMed] [CrossRef] []
    123. 123. Mahady G.B., Pendland S.L., Stoia A., Chadwick L.R. In vitro susceptibility of Helicobacter pylori to isoquinoline alkaloids from Sanguinaria canadensis and Hydrastis canadensis. Phytother. Res. 2003;17(3):217–221. doi: 10.1002/ptr.1108. [PubMed] [CrossRef] []
    124. 124. Mohtar M., Johari S.A., Li A.R., Isa M.M., Mustafa S., Ali A.M., Basri D.F. Inhibitory and resistance-modifying potential of plant-based alkaloids against methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) Curr. Microbiol. 2009;59(2):181–186. doi: 10.1007/s00284-009-9416-9. [PubMed] [CrossRef] []
    125. 125. Markham P.N., Westhaus E., Klyachko K., Johnson M.E., Neyfakh A.A. Multiple novel inhibitors of the NorA multidrug transporter of Staphylococcus aureus. Antimicrob. Agents Chemother. 1999;43(10):2404–2408. doi: 10.1128/AAC.43.10.2404. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    126. 126. Rao K.N., Venkatachalam S.R. Inhibition of dihydrofolate reductase and cell growth activity by the phenanthroindolizidine alkaloids pergularinine and tylophorinidine: the in vitro cytotoxicity of these plant alkaloids and their potential as antimicrobial and anticancer agents. Toxicol. Vitro. 2000;14(1):53–59. doi: 10.1016/S0887-2333(99)00092-2. [PubMed] [CrossRef] []
    127. 127. Vera-Arzave C., Antonio L.C., Arrieta J., Cruz-Hernández G., Velázquez-Méndez A.M., Reyes-Ramírez A., Sánchez-Mendoza M.E. Gastroprotection of suaveolol, isolated from Hyptis suaveolens, against ethanol-induced gastric lesions in Wistar rats: role of prostaglandins, nitric oxide and sulfhydryls. Molecules. 2012;17(8):8917–8927. doi: 10.3390/molecules17088917. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    128. 128. Lu M.C., Chiu H.F., Lin C.P., Shen Y.C., Venkatakrishnan K., Wang C.K. Anti-Helicobacter pylori effect of various extracts of ixeris chinensis on inflammatory markers in human gastric epithelial AGS cells. J. Herb. Med. 2018;11:60–70. doi: 10.1016/j.hermed.2017.08.002. [CrossRef] []
    129. 129. Pertino M., Schmeda-Hirschmann G., Rodríguez J.A., Theoduloz C. Gastroprotective effect and cytotoxicity of terpenes from the Paraguayan crude drug “yagua rova” (Jatropha isabelli) J. Ethnopharmacol. 2007;111(3):553–559. doi: 10.1016/j.jep.2007.01.003. [PubMed] [CrossRef] []
    130. 130. Hajimahmoodi M., Shams-Ardakani M., Saniee P., Siavoshi F., Mehrabani M., Hosseinzadeh H., Foroumadi P., Safavi M., Khanavi M., Akbarzadeh T., Shafiee A. In vitro antibacterial activity of some Iranian medicinal plant extracts against Helicobacter pylori. Nat. Prod. Res. 2011;25(11):1059–1066. doi: 10.1080/14786419.2010.501763. [PubMed] [CrossRef] []
    131. 131. Stege P.W., Davicino R.C., Vega A.E., Casali Y.A., Correa S., Micalizzi B. Antimicrobial activity of aqueous extracts of Larrea divaricata Cav (jarilla) against Helicobacter pylori. Phytomedicine. 2006;13(9–10):724–727. doi: 10.1016/j.phymed.2005.06.008. [PubMed] [CrossRef] []
    132. 132. Bae E.A., Han M.J., Kim N.J., Kim D.H. Anti-Helicobacter pylori activity of hearbal medicines. Biol. Pharm. Bull. 1998;21(9):990–992. doi: 10.1248/bpb.21.990. [PubMed] [CrossRef] []
    133. 133. Neelima N., Sudhakar M., Patil M.B., Lakshmi B.V.S. Anti-ulcer activity and HPTLC analysis of Mangifera indica L. leaves. Int. J. Pharm. Phytopharm. Res. 2012;1(4):146–155. []
    134. 134. Carvalho A.C.S., Guedes M.M., de Souza A.L., Trevisan M.T., Lima A.F., Santos F.A., Rao V.S. Gastroprotective effect of mangiferin, a xanthonoid from Mangifera indica, against gastric injury induced by ethanol and indomethacin in rodents. Planta Med. 2007;73(13):1372–1376. doi: 10.1055/s-2007-990231. [PubMed] [CrossRef] []
    135. 135. Abdulla M.A., Ali H.M., Ahmed K.A.A., Noor S.M., Ismail S. 2009. Evaluation of the Anti-Ulcer Activities of Morus alba Extracts in Experimen-Tally-Induced Gastric Ulcer in Rats. []
    136. 136. Ahmad A., Gupta G., Afzal M., Kazmi I., Anwar F. Antiulcer and antioxidant activities of a new steroid from Morus alba. Life Sci. 2013;92(3):202–210. doi: 10.1016/j.lfs.2012.11.020. [PubMed] [CrossRef] []
    137. 13(1):183. doi: 10.1186/1472-6882-13-183. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    138. 138. Lewis D.A., Shaw G.P. A natural flavonoid and synthetic analogues protect the gastric mucosa from aspirin-induced erosions. J. Nutr. Biochem. 2001;12(2):95–100. doi: 10.1016/S0955-2863(00)00133-9. [PubMed] [CrossRef] []
    139. 139. Jain D.L., Baheti A.M., Parakh S.R., Ingale S.P., Ingale P.L. PHCOG MAG.: research article study of antacid and diuretic activity of ash and extracts of Musa sapientum L. fruit peel. Phcog. Mag. 2007;3(10):116. []
    140. 140. Bhamarapravati S., Pendland S.L., Mahady G.B. Extracts of spice and food plants from Thai traditional medicine inhibit the growth of the human carcinogen Helicobacter pylori. In Vivo (Athens, Greece) 2003;17(6):541–544. https://europepmc.org/article/med/14758718 [PubMed] []
    141. 141. Ohsaki A., Takashima J., Chiba N., Kawamura M. Microanalysis of a selective potent anti-Helicobacter pylori compound in a Brazilian medicinal plant, Myroxylon peruiferum and the activity of analogues. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1999;9(8):1109–1112. doi: 10.1016/S0960-894X(99)00141-9. [PubMed] [CrossRef] []
    142. 142. Deriu A., Branca G., Molicotti P., Pintore G., Chessa M., Tirillini B., Paglietti B., Mura A., Sechi L.A., Fadda G., Zanetti S. In vitro activity of essential oil of Myrtus communis L. against Helicobacter pylori. Int. J. Antimicrob. Agents. 2007;30(6):562. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2007.07.005. [PubMed] [CrossRef] []
    143. 143. Sudjana A.N., D’Orazio C., Ryan V., Rasool N., Ng J., Islam N., Riley T.V., Hammer K.A. Antimicrobial activity of commercial Olea europaea (olive) leaf extract. Int. J. Antimicrob. Agents. 2009;33(5):461–463. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2008.10.026. [PubMed] [CrossRef] []
    144. 144. Singh S., Majumdar D.K. Evaluation of the gastric antiulcer activity of fixed oil of Ocimum sanctum (Holy Basil) J. Ethnopharmacol. 1999;65(1):13–19. doi: 10.1016/S0378-8741(98)00142-1. [PubMed] [CrossRef] []
    145. 145. Sumbul S., Ahmad M.A., Mohd A., Mohd A. Role of phenolic compounds in peptic ulcer: an overview. J. Pharm. Bioallied Sci. 2011;3(3):361. doi: 10.4103/0975-7406.84437. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    146. 146. Ares J.J., Outt P.E., Randall J.L., Johnston J.N., Murray P.D., O’Brien L.M., Weisshaar P.S., Ems B.L. Synthesis and biological evaluation of flavonoids and related compounds as gastroprotective agents. Bioorg. Med. Chem. Lett. 1996;6(8):995–998. doi: 10.1016/0960-894X(96)00134-5. [CrossRef] []
    147. 147. Afroz S., Yagi A., Fujikawa K., Rahman M.M., Morito K., Fukuta T., Watanabe S., Kiyokage E., Toida K., Shimizu T., Ishida T. Lysophosphatidic acid in medicinal herbs enhances prostaglandin E2 and protects against indomethacin-induced gastric cell damage in vivo and in vitro. Prostaglandins Other Lipid Mediat. 2018;135:36–44. doi: 10.1016/j.prostaglandins.2018.01.003. [PubMed] [CrossRef] []
    148. 148. Sun X.B., Matsumolo T., Yamada H. Purification of an anti-ulcer polysaccharide from the leaves of Panax ginseng. Planta Med. 1992;58(05):445–448. doi: 10.1055/s-2006-961510. [PubMed] [CrossRef] []
    149. 149. Yamada H. Pectic polysaccharides from Chinese herbs: structure and biological activity. Carbohydr. Polym. 1994;25(4):269–276. doi: 10.1016/0144-8617(94)90052-3. [CrossRef] []
    150. 150. Cowan M.M. Plant products as antimicrobial agents. Clin. Microbiol. Rev. 1999;12(4):564–582. doi: 10.1128/CMR.12.4.564. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    151. 151. Rojas-Martínez R., Arrieta J., Cruz-Antonio L., Arrieta-Baez D., Velázquez-Méndez A., Sánchez-Mendoza M. Dillapiole, isolated from Peperomia pellucida, shows gastroprotector activity against ethanol-induced gastric lesions in Wistar rats. 18(9):11327–11337. doi: 10.3390/molecules180911327. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    152. 152. Ranilla L.G., Apostolidis E., Shetty K. Antimicrobial activity of an Amazon medicinal plant (Chancapiedra) (Phyllanthus niruri L.) against Helicobacter pylori and lactic acid bacteria. Phytother. Res. 2012;26(6):791–799. doi: 10.1002/ptr.3646. [PubMed] [CrossRef] []
    153. 153. Wang Y., Wang S.L., Zhang J.Y., Song X.N., Zhang Z.Y., Li J.F., Li S. Anti-ulcer and anti-Helicobacter pylori potentials of the ethyl acetate fraction of Physalis alkekengi L. var. franchetii (Solanaceae) in rodent. J. Ethnopharmacol. 2018;211:197–206. doi: 10.1016/j.jep.2017.09.004. [PubMed] [CrossRef] []
    154. 154. Quílez A., Berenguer B., Gilardoni G., Souccar C., De Mendonça S., Oliveira L.F.S., Martín-Calero M.J., Vidari G. Anti-secretory, anti-inflammatory and anti-Helicobacter pylori activities of several fractions isolated from Piper carpunya Ruiz & Pav. J. Ethnopharmacol. 2010;128(3):583–589. doi: 10.1016/j.jep.2010.01.060. [PubMed] [CrossRef] []
    155. 155. Rüegg T., Calderón A.I., Queiroz E.F., Solis P.N., Marston A., Rivas F., Ortega-Barría E., Hostettmann K., Gupta M.P. 3-Farnesyl-2-hydroxybenzoic acid is a new anti-Helicobacter pylori compound from Piper multiplinervium. J. Ethnopharmacol. 2006;103(3):461–467. doi: 10.1016/j.jep.2005.09.014. [PubMed] [CrossRef] []
    156. 156. Al-Said M.S., Ageel A.M., Parmar N.S., Tariq M. Evaluation of mastic, a crude drug obtained from Pistacia lentiscus for gastric and duodenal anti-ulcer activity. J. Ethnopharmacol. 1986;15(3):271–278. doi: 10.1016/0378-8741(86)90165-0. [PubMed] [CrossRef] []
    157. 157. Marone P., Bono L., Leone E., Bona S., Carretto E., Perversi L. Bactericidal activity of Pistacia lentiscus mastic gum against Helicobacter pylori. J. Chemother. 2001;13(6):611–614. doi: 10.1179/joc.2001.13.6.611. [PubMed] [CrossRef] []
    158. 158. Dabos K.J., Sfika E., Vlatta L.J., Giannikopoulos G. The effect of mastic gum on Helicobacter pylori: a randomized pilot study. Phytomedicine. 2010;17(3–4):296–299. doi: 10.1016/j.phymed.2009.09.010. [PubMed] [CrossRef] []
    159. 159. Paraschos S., Magiatis P., Mitakou S., Petraki K., Kalliaropoulos A., Maragkoudakis P., Mentis A., Sgouras D., Skaltsounis A.L. In vitro and in vivo activities of Chios mastic gum extracts and constituents against Helicobacter pylori. Antimicrob. Agents Chemother. 2007;51(2):551–559. doi: 10.1128/AAC.00642-06. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    160. 160. de Araújo Rodrigues P., de Morais S.M., de Souza C.M., Silva A.R.A., de Andrade G.M., Silva M.G.V., Albuquerque R.L., Rao V.S., Santos F.A. Gastroprotective effect of barbatusin and 3-beta-hydroxy-3-deoxibarbatusin, quinonoid diterpenes isolated from Plectranthus grandis, in ethanol-induced gastric lesions in mice. J. Ethnopharmacol. 2010;127(3):725–730. doi: 10.1016/j.jep.2009.11.031. [PubMed] [CrossRef] []
    161. 161. Wang Y.C., Huang T.L. High-performance liquid chromatography for quantification of plumbagin, an anti-Helicobacter pylori compound of Plumbago zeylanica L. J. Chromatogr. A. 2005;1094(1–2):99–104. doi: 10.1016/j.chroma.2005.07.092. [PubMed] [CrossRef] [
    162. 162. Klein L.C., Gandolfi R.B., Santin J.R., Lemos M., Cechinel Filho V., de Andrade S.F. Antiulcerogenic activity of extract, fractions, and some compounds obtained from Polygala cyparissias St. Hillaire & Moquin (Polygalaceae) Naunyn Schmiedeberg’s Arch. Pharmacol. 2010;381(2):121–126. doi: 10.1007/s00210-009-0485-x. [PubMed] [CrossRef] []
    163. 163. Hashimoto T., Aga H., Chaen H., Fukuda S., Kurimoto M. Isolation and identification of anti-Helicobacter pylori compounds from Polygonum tinctorium Lour. Nat. Med.= 生薬學雜誌 1999;53(1):27–31. []
    164. 164. Tomczyk M., Leszczyńska K., Jakoniuk P. Antimicrobial activity of Potentilla species. Fitoterapia. 2008;79(7–8):592–594. doi: 10.1016/j.fitote.2008.06.006. [PubMed] [CrossRef] []
    165. 165. Bisignano C., Filocamo A., La Camera E., Zummo S., Fera M.T., Mandalari G. Antibacterial activities of almond skins on cagA-positive and-negative clinical isolates of Helicobacter pylori. BMC Microbiol. 2013;13(1):103. doi: 10.1186/1471-2180-13-103. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    166. 166. Yin S., Fan C.Q., Dong L., Yue J.M. Psoracorylifols A–E, five novel compounds with activity against Helicobacter pylori from seeds of Psoralea corylifolia. Tetrahedron. 2006;62(11):2569–2575. doi: 10.1016/j.tet.2005.12.041. [CrossRef] []
    167. 167. De Leo M., De Tommasi N., Sanogo R., D’Angelo V., Germanò M.P., Bisignano G., Braca A. Triterpenoid saponins from Pteleopsis suberosa stem bark. Phytochemistry. 2006;67(24):2623–2629. doi: 10.1016/j.phytochem.2006.07.017. [PubMed] [CrossRef] []
    168. 168. Voravuthikunchai S.P., Limsuwan S., Mitchell H. Effects of Punica granatum pericarps and Quercus infectoria nutgalls on cell surface hydrophobicity and cell survival of Helicobacter pylori. J. Health Sci. 2006;52(2):154–159. doi: 10.1248/jhs.52.154. [CrossRef] []
    169. 169. Moghaddam M.N. In vitro inhibition of Helicobacter pylori by some spices and medicinal plants used in Iran. Glob. J. Pharmacol. 2011;5(3):176–180. []
    170. 170. Mazzolin L.P., Nasser A.L.M., Moraes T.M., Santos R.C., Nishijima C.M., Santos F.V., Varanda E.A., Bauab T.M., da Rocha L.R.M., Di Stasi L.C., Vilegas W. Qualea parviflora Mart.: an integrative study to validate the gastroprotective, antidiarrheal, antihemorragic and mutagenic action. J. Ethnopharmacol. 2010;127(2):508–514. doi: 10.1016/j.jep.2009.10.005. [PubMed] [CrossRef] []
    171. 171. Kadota S., Basnet P., Ishii E., Tamura T., Namba T. Antibacterial activity of trichorabdal A from Rabdosia trichocarpa against Helicobacter pylori. Zent. Bakteriol. 1997;286(1):63–67. doi: 10.1016/S0934-8840(97)80076-X. [PubMed] [CrossRef] []
    172. 172. Chung J.G., Tsou M.F., Wang H.H., Lo H.H., Hsieh S.E., Yen Y.S., Wu L.T., Chang S.H., Ho C.C., Hung C.F. Rhein affects arylamine N‐acetyltransferase activity in Helicobacter pylori from peptic ulcer patients. J. Appl.Toxicol. 1998;18(March (2)):117–123. doi: 10.1002/(SICI)1099-1263(199805/06)18:3<179::AID-JAT494>3.0.CO;2-W. Chichester: John Wiley & Sons, Ltd. [PubMed] [CrossRef] []
    173. 173. Berté P.E., da Silva Lopes J., Comandulli N.G., Rangel D.W., Delle Monache F., Cechinel Filho V., Niero R., de Andrade S.F. Evaluation of the gastroprotective activity of the extracts, fractions, and pure compounds obtained from aerial parts of Rubus imperialis in different experimental models. Naunyn Schmiedebergs Arch. Pharmacol. 2014;387(4):313–319. doi: 10.1007/s00210-013-0954-0. [PubMed] [CrossRef] []
    174. 174. Atapour M., Zahedi M.J., Mehrabani M., Safavi M., Keyvanfard V., Foroughi A., Siavoshi F., Foroumadi A. In vitro susceptibility of the Gram-negative bacterium Helicobacter pylori to extracts of Iranian medicinal plants. Pharm. Biol. 2009;47(1):77–80. doi: 10.1080/13880200802434401. [CrossRef] []
    175. 175. Gharashi A. vol. 295. Tehran University of Medical Sciences; 2008. (Al-mogez-dar-tebb. Tehran: Translated by Tafghad Khabbaz R). []
    176. 176. Ochi T., Shibata H., Higuti T., Kodama K.H., Kusumi T., Takaishi Y. Anti-Helicobacter pylori compounds from Santalum album. J. Nat. Prod. 2005;68(6):819–824. doi: 10.1021/np040188q. [PubMed] [CrossRef] []
    177. 177. La Casa C., Villegas I., De La Lastra C.A., Motilva V., Calero M.M. Evidence for protective and antioxidant properties of rutin, a natural flavone, against ethanol induced gastric lesions. J. Ethnopharmacol. 2000;71(1–2):45–53. doi: 10.1016/S0378-8741(99)00174-9. [PubMed] [CrossRef] []
    178. 178. Njume C., Afolayan A.J., Green E., Ndip R.N. Volatile compounds in the stem bark of Sclerocarya birrea (Anacardiaceae) possess antimicrobial activity against drug-resistant strains of Helicobacter pylori. Int. J. Antimicrob. Agents. 2011;38(4):319–324. doi: 10.1016/j.ijantimicag.2011.05.002. [PubMed] [CrossRef] []
    179. 179. Júnior G.M.V., da Rocha C.Q., de Souza Rodrigues T., Hiruma-Lima C.A., Vilegas W. New steroidal saponins and antiulcer activity from Solanum paniculatum L. Food Chem. 2015;186:160–167. doi: 10.1016/j.foodchem.2014.08.005. [PubMed] [CrossRef] []
    180. 180. Areche C., Schmeda‐Hirschmann G., Theoduloz C., Rodríguez J.A. Gastroprotective effect and cytotoxicity of abietane diterpenes from the Chilean Lamiaceae sphacele chamaedryoides (Balbis) Briq. J. Pharm. Pharmacol. 2009;61(12):1689–1697. doi: 10.1211/jpp.61.12.0015. [PubMed] [CrossRef] []
    181. 181. Khanavi M., Safavi M., Siavoi F., Fallah Tafti A., Hajimahmoodi M., Hadjiakhoondi A., Rezazadeh S., Foroumadi A. Evaluation of anti-Helicobacter pylori activity of methanol extracts of some species of Stachys and Melia. J. Med. Plants. 2008;4(28):74–80. []
    182. 182. Bonamin F., Moraes T.M., Kushima H., Silva M.A., Rozza A.L., Pellizzon C.H., Bauab T.M., Rocha L.R.M., Vilegas W., Hiruma-Lima C.A. Can a Strychnos species be used as antiulcer agent? Ulcer healing action from alkaloid fraction of Strychnos pseudoquina St. Hil.(Loganiaceae) J. Ethnopharmacol. 2011;138(1):47–52. doi: 10.1016/j.jep.2011.08.020. [PubMed] [CrossRef] []
    183. 183. Magaji R.A., Okasha M.A.M., Abubakar M.S., Fatihu M.Y. Anti-ulcerogenic and anti-secretory activity of the n-butanol portion of Syzygiumaromaticum in rat. Nig. J. Pharm. Sci. 2007;6:119–126. []
    184. 184. Babu T.H., Manjulatha K., Kumar G.S., Hymavathi A., Tiwari A.K., Purohit M., Rao J.M., Babu K.S. Gastroprotective flavonoid constituents from Oroxylum indicum Vent. Bioorg. Med. Chem. Lett. 2010;20(1):117–120. doi: 10.1016/j.bmcl.2009.11.024. [PubMed] [CrossRef] []
    185. 185. Park B.S., Lee H.K., Lee S.E., Piao X.L., Takeoka G.R., Wong R.Y., Ahn Y.J., Kim J.H. Antibacterial activity of Tabebuia impetiginosa Martius ex DC (Taheebo) against Helicobacter pylori. J. Ethnopharmacol. 2006;105(1–2):255–262. doi: 10.1016/j.jep.2005.11.005. [PubMed] [CrossRef] []
    186. 186. Chatterjee A., Khatua S., Chatterjee S., Mukherjee S., Mukherjee A., Paloi S., Acharya K., Bandyopadhyay S.K. Polysaccharide-rich fraction of Termitomyces eurhizus accelerate healing of indomethacin induced gastric ulcer in mice. Glycoconj. J. 2013;30(8):759–768. doi: 10.1007/s10719-013-9479-5. [PubMed] [CrossRef] []
    187. 187. Fabry W., Okemo P., Ansorg R. Activity of East African medicinal plants against Helicobacter pylori. Chemotherapy. 1996;42(5):315–317. doi: 10.1159/000239460. [PubMed] [CrossRef] []
    188. 188. Malekzadeh F., Ehsanifar H., Shahamat M., Levin M., Colwell R.R. Antibacterial activity of black myrobalan (Terminalia chebula Retz) against Helicobacter pylori. Int. J. Antimicrob. Agents. 2001;18(1):85–88. doi: 10.1016/S0924-8579(01)00352-1. [PubMed] [CrossRef] []
    189. 189. Mishra V., Agrawal M., Onasanwo S.A., Madhur G., Rastogi P., Pandey H.P., Palit G., Narender T. Anti-secretory and cyto-protective effects of chebulinic acid isolated from the fruits of Terminalia chebula on gastric ulcers. Phytomedicine. 2013;20(6):506–511. doi: 10.1016/j.phymed.2013.01.002. [PubMed] [CrossRef] []
    190. 190. Bag A., Bhattacharyya S.K., Chattopadhyay R.R. The development of Terminalia chebula Retz. (Combretaceae) in clinical research. Asian Pac. J. Trop. Biomed. 2013;3(3):244–252. doi: 10.1016/S2221-1691(13)60059-3. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    191. 191. Esmaeili D., Mobarez A.M., Tohidpour A. Anti-Helicobacter pylori activities of shoya powder and essential oils of thymus vulgaris and eucalyptus globulus. Open Microbiol. J. 2012;6:65. doi: 10.2174/1874285801206010065. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    192. 192. Sánchez-Mendoza M.E., Reyes-Ramírez A., Cruz Antonio L., Martínez Jiménez L., Rodríguez-Silverio J., Arrieta J. Bioassay-guided isolation of an anti-ulcer compound, tagitinin C, from Tithonia diversifolia: role of nitric oxide, prostaglandins and sulfhydryls. Molecules. 2011;16(1):665–674. doi: 10.3390/molecules16010665. [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] []
    193. 193. Nariman F., Eftekhar F., Habibi Z., Falsafi T. Anti-Helicobacter pylori activities of six Iranian plants. Helicobacter. 2004;9(2):146–151. doi: 10.1111/j.1083-4389.2004.00211.x. [PubMed] [CrossRef] []
    194. 194. Burger O., Ofek I., Tabak M., Weiss E.I., Sharon N., Neeman I. A high molecular mass constituent of cranberry juice inhibits Helicobacter pylori adhesion to human gastric mucus. FEMS Immunol. Med. Microbiol. 2000;29(4):295–301. doi: 10.1111/j.1574-695X.2000.tb01537.x. [PubMed] [CrossRef] []
    195. 195. Shmuely H., Burger O., Neeman I., Yahav J., Samra Z., Niv Y., Sharon N., Weiss E., Athamna A., Tabak M., Ofek I. Susceptibility of Helicobacter pylori isolates to the antiadhesion activity of a high-molecular-weight constituent of cranberry. Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2004;50(4):231–235. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2004.08.011. [PubMed] [CrossRef] []
    196. 196. Ghannadi A., Sajjadi S.E., Abedi D., Yousefi J., Daraei-Ardekani R. The in vitro activity of seven Iranian plants of the Lamiaceae family against Helicobacter pylori. Niger. J. Nat. Prod. Med. 2004;8(1):40–42. doi: 10.4314/njnpm.v8i1.11812. [CrossRef] []
    197. 197. Backon J. Ginger: inhibition of thromboxane synthetase and stimulation of prostacyclin: relevance for medicine and psychiatry. Med. Hypotheses. 1986;20(3):271–278. doi: 10.1016/0306-9877(86)90043-5. [PubMed] [CrossRef] []
    198. 198. Johji Y., Michihiko M., Rong H.Q., Hisashi M., Hajime F. The anti-ulcer effect in rats of ginger constituents. J. Ethnopharmacol. 1988;23(2–3):299–304. doi: 10.1016/0378-8741(88)90009-8. [PubMed] [CrossRef] []
    199. 199. Al-Yahya M.A., Rafatullah S., Mossa J.S., Ageel A.M., Parmar N.S., Tariq M. Gastroprotective activity of ginger zingiber officinale rosc., in albino rats. Am. J. Chin. Med. 1989;17(01n02):51–56. doi: 10.1142/S0192415X89000097. [PubMed] [CrossRef] []
    200. 200. Yoshikawa M., Hatakeyama S., Taniguchi K., Matuda H., Yamahara J. 6-gingesulfonic acid, a new anti-ulcer principle, and gingerglycolipids A, B and C, three new monoacyldigalactosylglycerols, from Zingiberis rhizoma originating in Taiwan. Chem. Pharm. Bull. 1992;40(8):2239–2241. doi: 10.1248/cpb.40.2239. [PubMed] [CrossRef] []
    201. 201. Yoshikawa M., Yamaguchi S., Kunimi K., Matsuda H., Okuno Y., Yamahara J., Murakami N. Stomachic principles in ginger. III. An anti-ulcer principle, 6-gingesulfonic acid, and three monoacyldigalactosylglycerols, gingerglycolipids A, B, and C, from Zingiberis Rhizoma originating in Taiwan. Chem. Pharm. Bull. 1994;42(6):1226–1230. doi: 10.1248/cpb.42.1226. [PubMed] [CrossRef] []
    202. 202. Banerjee S., Mullick H.I., Banerjee J., Ghosh A. Zingiber officinale: ‘a natural gold’ Int. J. Pharm. Biol.-Sci. 2011;2:283–294. []